Geum.ru

Днк наномеханические роботы и вычислительные устройства

Вид материалаДокументы
Подобный материал:
1   2   3   4   5   6   7   8   9   ...   15

Литература

  1. Cooper N. The human genome project. Mill Valley, CA: Univ. Science Books, 1994.
  2. Schuler G.D., Lander E.S., Hudson T.J. et al. A gene map for the human genome // Science. 1996. V.274. P.540-546.
  3. Fraser C.M., Casjens S., Huang W.M., Sutton G.G., Clayton R., Lathigra R., White O., Ketchum K.A., Dodson R., Hickey E.K., Gwinn M., Dougherty B., Tomb J.F., Fleischmann R.D., Richardson D., Peterson J., Kerlavage A.R., Quackenbush J., Salzberg S., Hanson M., van Vugt R., Palmer N., Adams M.D., Gocayne J., Venter J.C. Genomic sequence of a Lyme disease spirochaete, Borrelia burgdorferi // Nature. 1997. V.390. P.580-586.
  4. Fraser C.M., Norris S.J., Weinstock G.M., White O., Sutton G.G., Dodson R., Gwinn M., Hickey E.K., Clayton R., Ketchum K.A., Sodergren E., Hardham J.M., McLeod M.P., Salzberg S., Peterson J., Khalak H., Richardson D., Howell J.K., Chidambaram M., Utterback J., McDonald L., Artiach P., Bowman C., Cotton M.D., Venter J.C. Complete genome sequence of Treponema pallidum, the syphilis spirochete // Science. 1998. V.281. P.375-388.
  5. Das R., Hegyi H., Gerstein M. Genome analyses of spirochetes: a study of the protein structures, functions and metabolic pathways in Treponema pallidum and Borrelia burgdorferi // J. Mol. Microbiol. Biotechnol. 2000. V.2. N4. P.387-392.
  6. Gerstein M. Patterns of protein-fold usage in eight microbial genomes: a comprehensive structural census // Proteins. 1998. V.33. P.518-534.
  7. Wolf Y.I., Brenner S.E., Bash P.A., Koonin E.V. Distribution of protein folds in the three superkingdoms of life // Genome Res. 1999. V.9. P.17-26.
  8. Altschul S.F., Koonin E.V. Iterated profile searches with PSI-BLAST – a tool for discovery in protein databases // Trends in Biochem. Sci. 1998. V.23. P.444-447.
  9. Altschul S.F., Madden T.L., Schaffer A.A., Zhang J., Zhang Z., Miller W., Lipman D.J. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of database programs // Nucleic Acids Res. 1997. V.25. P.3389-3402.
  10. Berman H.M., Westbrook J., Feng Z., Gilliland G., Bhat T.N., Weissing H., Shindyalov I.N., Bourne P.E. The Protein Data Bank // Nucleic Acids Res. 2000. V.28. P.235-242.
  11. Burley S.K., Almo S.C., Bonanno J.B., Capel M., Chance M.R., Gaastgerland T., Lin D., Sali A., Studier F.W., Swaminathan S. Structural genomics: beyond the Human Genome Project // Nature Genetics. 1999. V.23. P.151-157.
  12. Sanchez R., Pieper U., Mirkovic N., de Bakker P.I., Wittenstein E., Sali A. MODBASE, a database of annotated comparative protein structure models // Nucleic Acids Res. 2000. V.28. P.250-253.
  13. Guex N., Peitsch M.C. SWISS-MODEL and the Swiss-PdbViewer: an environment for comparative protein modeling // Electrophoresis. 1997. V.18. P.2714-2723.
  14. Freier S.M., Kierzek R., Jaeger J.A., Sugimoto N., Caruthers M.H., Neilson T., Turner D.H. Improved free-energy parameters for prediction of RNA duplex stability // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V.83. P.9373-9377.
  15. Jaeger J.A., Turner D.H., Zuker M. Improved predictions of secondary structures for RNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. V.86. P.7706-7710.
  16. Walter A.E., Turner D.H., Kim J., Lyttle M.H., Muller P., Mathews D.H., Zuker M. Co-axial stacking of helixes enhances binding of oligobonucleotides and improves predictions of RNA folding // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V.91. P.9218-9222.
  17. Draper D.E. Parallel worlds // Nature Struct. Biol. 1996. V.3. P.397-400.
  18. Westhof E., Jaeger L. RNA pseudoknots // Current Opinion Struct. Biol. 1992. V.2. P.327-333.
  19. Flamm C., Hofacker I.L., Stadler P.F. RNA In Silico. The Computational Biology of RNA Secondary Structures // Adv. Complex Syst. 1999. V.2. P.65-90.
  20. Waterman M., Smith T. Rapid dynamic programming methods for RNA secondary structure // Advances in Applied Mathematics. 1986. V.7. P.455–464.
  21. Nussinov R., Jacobson A.B. Fast algorithm for predicting the sec­ondary structure of single­stranded RNA // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1980. V.77. N.11. P.6309–6313.
  22. Tinoco I., Borer P.N., Dengler B., Levine M.D., Uhlenbeck O.C., Crothers D.M., Gralla J. Improved estimation of secondary structure in ribonucleic acids // Nature New Biology. 1973. V.246. P.40–41.
  23. Zuker M., Stiegler P. Optimal computer folding of large RNA se­quences using thermodynamics and auxiliary information // Nucleic Acids Research. 1981. V.9. P.133–148.
  24. Жимулев И.Ф. Современные представления о структуре гена у эукариот // Соросовский образовательный журнал. 2000. Т.6. N7. C.17-24.
  25. Dorit R.L., Gilbert W. The limited universe of exons // Current Opinions in Structural Biology. 1991. V.1. P.973-977.
  26. Patthy L. Exons – original building blocks of proteins? // BioEssays. 1991. V.13(4). P.187-192.
  27. Watson J., Oilman M., Witkowski J., Zoller M. Recombinant DNA. 2nd ed. San Fransisco, CA: Scientific American Books, 1992.
  28. Steitz J. Snurps // Scientific American. 1988 (June). P.56-63.
  29. Kinosita K., Jr., Yasuda R., Noji H., Adachi K. A rotary molecular motor that can work at near 100% efficiency // Philos. Trans.: Biol. Sci. 2000. V.355 (1396). P.473–489.
  30. The Nobel Foundation. The Noble Prize in Chemistry 1997, April 10th, 2004. .se/chemistry/educational/poster/1997/boyer-walker.phpl
  31. Crofts A. Lecture 10, ATP Synthase. University of Illinois at Urbana-Champaign. uiuc.edu/crofts/bioph354/lect10.phpl
  32. Lubert S. Biochemistry, 4th edition:W.H. Freeman and Company, 1995.
  33. Itoh H., Takahashi A., Adachi K., Noji H., Yasuda R., Yoshida M., Kinosita K., Jr. Mechanically driven ATP synthesis by F1-ATPase // Nature. 2004. V.427. P.465–468.
  34. Howard J. Molecular motors: structural adaptations to cellular functions // Nature. 1997. V.389. P.561–567.
  35. Vale R. Switches, latches, and amplifiers: common themes of G proteins and molecular motors // J. Cell Biol. 1996. V.135. P.291–302.
  36. Farrell C.M., Mackey A.T., Klumpp L.M., Gilbert S.P. The role of ATP hydrolysis for kinesin processivity // J. Biol. Chem. 2002. V.277. P.17079–17087.
  37. Block S.M., Goldstein L.S., Schnapp B.J. Bead movement by single kinesin molecules studied with optical tweezers // Nature. 1990. V.348. P.348–352.
  38. Howard J., Hudspeth A.J., Vale R.D. Movement of microtubules by single kinesin molecules // Nature. 1989. V.342. P.154–158.
  39. Finer J.T., Simmons R.M., Spudich J.A. Single myosin molecule mechanics: piconewton forces and nanometre steps // Nature. 1994. V.368. P.113–119.
  40. Block S.M. Kinesin,What Gives? // Cell. 1998. V.93. P.5–8.
  41. Sellers J.R. Myosins: a diverse superfamily. Biochimica et Biophys // Acta (BBA) — Mol. Cell Res. 2000. V.1496. P.3–22.
  42. Howard J. Molecular motors. Clamping own on myosin // Nature. 1994. V.368. P.98–99.
  43. Huxley H.E. The double array of filaments in cross-striated muscle // J. Biophys. Biochem. Cytol. 1957. V.3. P.631–648.
  44. Huxley H.E. Electron microscope studies of the organisation of the filaments in striated muscle // Biochimica et Biophys. Acta. 1953. V.12. P.387–394.
  45. Hanson J., Huxley H.E. Structural basis of the cross-striations in muscle // Nature. 1953. V.153. P.530–532.
  46. Huxley H.E. The mechanism of muscular contraction // Science. 1969. V.164. P.1356–1365.
  47. Lymn R.W., Taylor E.W. Mechanism of adenosine triphosphate hydrolysis by actomyosin // Biochemistry. 1971. V.10. P.4617–4624.
  48. g.org/feature/data/1049155.shl
  49. Lowey S., Slayter H.S., Weeds A.G., Baker H. Substructure of the myosin molecule. I. Subfragments of myosin by enzymic degradation // J. Mol. Biol. 1969. V.42. P.1–29.
  50. Weeds A.G., Lowey S. Substructure of the myosin molecule. II. The light chains of myosin // J. Mol. Biol. 1971. V.61. P.701–725.
  51. Wagner P.D., Giniger E. Hydrolysis of ATP and reversible binding to F-actin by myosin heavy chains free of all light chains // Nature. 1981. V.292. P.560–562.
  52. Citi S., Kendrick-Jones J. Regulation of non-muscle myosin structure and function // Bioessays. 1987. V.7. P.155–159.
  53. Sellers J.R. Regulation of cytoplasmic and smooth muscle myosin // Curr. Opin. Cell Biol. 1991. V.3. P.98–104.
  54. Schroder R.R., Manstein D.J., Jahn W., Holden H., Rayment I. et al. Three-dimensional atomic model of F-actin decorated with Dictyostelium myosin S1 // Nature. 1993. V.364. P.171–174.
  55. Rayment I., Rypniewski W.R., Schmidt-Base K., Smith R., Tomchick D.R. et al. Threedimensional structure of myosin subfragment-1: a molecular motor // Science. 1993. V.261. P.50–58.
  56. Huxley A.F. Cross-bridge action: present views, prospects, and unknowns // J. Biomech. 2000. V.33. P.1189–1195.
  57. Huxley A.F., Simmons R.M. Proposedmechanism of force generation in striatedmuscle // Nature. 1971. V.233. P.533–538.
  58. Kabsch W., Mannherz H.G., Suck D., Pai E.F., Holmes K.C. Atomic structure of the actin: DNase I complex // Nature. 1990. V.347. P.37–44.
  59. Holmes K.C., Popp D., Gebhard W., Kabsch W. Atomic model of the actin filament // Nature. 1990. V.347. P.44–49.
  60. Spudich J.A. How molecular motors work // Nature. 1994. V.372. P.515–518.
  61. Baker J.E., Brust-Mascher I., Ramachandran S., LaConte L.E., Thomas D.D. A large and distinct rotation of the myosin light chain domain occurs upon muscle contraction // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V.95. P.2944–2949.
  62. Houdusse A., Kalabokis V.N., Himmel D., Szent-Gyorgyi A.G., Cohen C. Atomic structure of scallop myosin subfragment S1 complexed with MgADP: a novel conformation of the myosin head // Cell. 1991. V.97. P.459–470.
  63. Jontes J.D.,Wilson-Kubalek E.M., Milligan R.A. A 32 degree tail swing in brush border myosin I on ADP release // Nature. 1995. V.378. P.751–753.
  64. Veigel C., Coluccio L.M., Jontes J.D., Sparrow J.C.,Milligan R.A., Molloy J.E. The motor protein myosin-I produces its working stroke in two steps // Nature. 1999. V.398. P.530–533.
  65. Corrie J.E., Brandmeier B.D., Ferguson R.E.,TrenthamD.R., Kendrick-Jones J. et al. Dynamic measurement of myosin light-chain-domain tilt and twist in muscle contraction // Nature. 1999. V.400. P.425–430.
  66. Irving M., St Claire Allen T., Sabido-David C., Craik J.S., Brandmeier B. et al. Tilting of the light-chain region of myosin during step length changes and active force generation in skeletal muscle // Nature. 1995. V.375. P.688–691.
  67. Forkey J.N., Quinlan M.E., Shaw M.A., Corrie J.E., Goldman Y.E. Three-dimensional structural dynamics of myosin V by single-molecule fluorescence polarization // Nature. 2003. V.422. P.399–404.
  68. Vale R.D., Milligan R.A. The way things move: looking under the hood of molecular motor proteins // Science. 2000. V.288. P.88–95.
  69. Kitamura K., Tokunaga M., Iwane A.H., Yanagida T. A singlemyosin headmoves along an actin filament with regular steps of ~5.3 nm // Nature. 1999. V.397. P.129–134.
  70. Howard J. The movement of kinesin along microtubules // Annu. Rev. Physiol. 1996. V.58. P.703–729.
  71. Howard J., Hyman A.A. Dynamics and mechanics of the microtubule plus end // Nature. 2003. V.422. P.753–758.
  72. Hirokawa N. Kinesin and dynein superfamily proteins and the mechanism of organelle transport // Science. 1998. V.279. P.519–526.
  73. Vale R.D., Funatsu T., PierceD.W., Romberg L., HaradaY., Yanagida T. Direct observation of single kinesin molecules moving along microtubules // Nature. 1996. V.380. P.451–453.
  74. Berliner E., Young E.C., Anderson K., Mahtani H.K., Gelles J. Failure of a single-headed kinesin to track parallel to microtubule protofilaments // Nature. 1995. V.373. P.718–721.
  75. Sablin E.P., Kull F.J., Cooke R., Vale R.D., Fletterick R.J. Crystal structure of the motor domain of the kinesin-related motor ncd // Nature. 1996. V.380. P.555–559.
  76. Sack S., Muller J., Marx A., Thormahlen M., Mandelkow E.M. et al. X-ray structure of motor and neck domains from rat brain kinesin // Biochemistry. 1997. V.36. P.16155–16165.
  77. Schnitzer M.J., Block S.M. Kinesin hydrolyses one ATP per 8-nm step // Nature. 1997. V.388. P.386–390.
  78. Peskin C.S., Oster G. Coordinated hydrolysis explains the mechanical behavior of kinesin // Biophys. J. 1995. V.68. P.202–211.
  79. Lohman T.M., Thorn K., Vale R.D. Staying on track: common features of DNA helicases and microtubule motors // Cell. 1998. V.93. P.9–12.
  80. Hackney D.D. Highly processive microtubule-stimulated ATP hydrolysis by dimeric kinesin head domains // Nature. 1995. V.377. P.448–450.
  81. Hunt A.J., Gittes F., Howard J. The force exerted by a single kinesin molecule against a viscous load // Biophys. J. 1994. V.67. P.766–781.
  82. Svoboda K., Block S.M. Force and velocity measured for single kinesin molecules // Cell. 1994. V.77. P.773–784.
  83. Gibbons I.R., Rowe A.J. Dynein: a protein with adenosine triphosphate activity from cilia // Science. 1965. V.149. P.424–426.
  84. Schroer T.A., Steuer E.R., Sheetz M.P. Cytoplasmic dynein is a minus end-directed motor for membranous organelles // Cell. 1989. V.56. P.937–946.
  85. Schnapp B.J., Reese T.S. Dynein is the motor for retrograde axonal transport of organelles // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1989. V.86. P.1548–1552.
  86. Lye R.J., Porter M.E., Scholey J.M., McIntosh J.R. Identification of a microtubule-based cytoplasmic motor in the nematode C. elegans // Cell. 1987. V.51. P.309–318.
  87. Paschal B.M., Shpetner H.S., Vallee R.B. MAP 1C is a microtubule-activated ATPase which translocates microtubules in vitro and has dynein-like properties // J. Cell Biol. 1987. V.105. P.1273–1282.
  88. Hirokawa N., Sato-Yoshitake R., Yoshida T., Kawashima T. Brain dynein (MAP1C) localizes on both anterogradely and retrogradely transported membranous organelles in vivo // J. Cell Biol. 1990. V.111. P.1027–1037.
  89. Waterman-Storer C.M., Karki S.B., Kuznetsov S.A.,Tabb J.S.,WeissD.G. et al. The interaction between cytoplasmic dynein and dynactin is required for fast axonal transport // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1997. V.94. P.12180–12185.
  90. Lin S.X., Collins C.A. Immunolocalization of cytoplasmic dynein to lysosomes in cultured cells // J. Cell. Sci. 1992. V.101 ( Pt 1). P.125–137.
  91. Corthesy-Theulaz I., Pauloin A., Rfeffer S.R. Cytoplasmic dynein participates in the centrosomal localization of the Golgi complex // J. Cell Biol. 1992. V.118. P.1333–1345.
  92. Aniento F., Emans N., Griffiths G., Gruenberg J. Cytoplasmic dynein-dependent vesicular transport from early to late endosomes // J. Cell Biol. 1993. V.123. P.1373–1387.
  93. Fath K.R., Trimbur G.M., Burgess D.R. Molecular motors are differentially distributed on Golgi membranes from polarized epithelial cells // J. Cell Biol. 1994. V.126. P.661–675.
  94. Blocker A., Severin F.F., Burkhardt J.K., Bingham J.B., Yu H. et al. Molecular requirements for bi-directional movement of phagosomes along microtubules // J. Cell Biol. 1997. V.137. P.113–129.
  95. King S.J., Bonilla M., Rodgers M.E., Schroer T.A. Subunit organization in cytoplasmic dynein subcomplexes // Protein Sci. 2002. V.11. P.1239–1250.
  96. King S.M. The dynein microtubule motor // Biochim. Biophys. Acta. 2000. V.1496. P.60–75.
  97. Burgess S., Walker M.L., Sakakibara H., Knight P.J., Oiwa, K. Dynein Structure and Power Stroke // Nature. 2003. V.421. P.715–718.
  98. Berry R.M., Armitage J.P. The bacterial flagella motor // Adv. Microb. Physiol. 1999. V.41. P.291–337.
  99. Berg H.C. The rotary motor of bacterial flagella // Ann. Rev. Biochem. 2003. 72: 19–54.
  100. Blair D.F. How bacteria sense and swim // Annu. Rev. Microbiol. 1995. V.49. P.489–522.
  101. Berg H.C., Anderson R.A. Bacteria swim by rotating their flagellar filaments // Nature. 1973. V.245. P.380–382.
  102. Fahrner K.A., Ryu W.S., Berg H.C. Biomechanics: bacterial flagellar switching under load // Nature. 2003. V.423. P.938.
  103. Berg H.C. Motile behavior of bacteria // Phys. Today. 2000. V.53. P.24–29.
  104. Scharf B.E., Fahrner K.A., Turner L., Berg H.C. Control of direction of flagellar rotation in bacterial chemotaxis // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1998. V.95. P.201–206.
  105. Macnab R.M. Bacterial flagella rotating in bundles: a study in helical geometry // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V.74. P.221–225.
  106. Elston T.C., Oster G. Protein turbines. I: The bacterial flagellar motor // Biophys. J. 1997. V.73. P.703–721.
  107. Walz D., Caplan S.R. An electrostatic mechanism closely reproducing observed behavior in the bacterial flagellar motor // Biophys. J. 2000. V.78. P.626–651.
  108. Schmitt R. Helix rotation model of the flagellar rotary motor // Biophys. J. 2003. V.85. P.843–852.
  109. Iino T., Komeda Y., Kutsukake K., Macnab R.M., Matsumura P. et al. New unified nomenclature for the flagellar genes of Escherichia coli and Salmonella typhimurium // Microbiol. Rev. 1988. V.52. P.533–535.
  110. Berg H.C. Dynamic properties of bacterial flagellar motors // Nature. 1974. V.249. P.77–79.
  111. Ueno T., Oosawa K., Aizawa S. M ring, S ring and proximal rod of the flagellar basal body of Salmonella typhimurium are composed of subunits of a single protein, FliF // J. Mol. Biol. 1991. V.227. P.672–677.
  112. Ueno T., Oosawa K., Aizawa S. Domain structures of the MS ring component protein (FliF) of the flagellar basal body of Salmonella typhimurium // J. Mol. Biol. 1994. V.236. P.546–555.
  113. Driks A., DeRosier D.J. Additional structures associated with bacterial flagellar basal body // J. Mol. Biol. 1990. V.211. P.669–672.
  114. Khan I.H., Reese T.S., Khan S. The cytoplasmic component of the bacterial flagellar motor // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1992. V.89. P.5956–5960.
  115. Francis N.R., Sosinsky G.E., Thomas D., DeRosier D.J. Isolation, characterization and structure of bacterial flagellar motors containing the switch complex // J.Mol. Biol. 1994. V.235. P.1261–1270.
  116. YorimitsuT., Homma M. Na+-driven flagellar motor of Vibrio // Biochimica et Biophy. Acta (BBA)—Bioenerg. 1994. V.1505. P.82–93.
  117. Meister M., Lowe G., Berg H.C. The proton flux through the bacterial flagellar motor // Cell. 1987. V.49. P.643–650.
  118. Van Way S.M., Hosking E.R., Braun T.F., Manson M.D. Mot protein assembly into the bacterial flagellum: amodel based onmutational analysis of the motB gene // J.Mol. Biol. 2000. V.297. P.7–24.
  119. Blair D.F., Berg H.C. Restoration of torque in defective flagellar motors // Science. 1988. V.242. P.1678–1681.
  120. Fung D.C., Berg H.C. Powering the flagellar motor of Escherichia coli with an external voltage source // Nature. 1995. V.375. P.809–812.
  121. Berg H., Turner L. Torque generated by the flagellar motor of Escherichia coli // Biophys. J. 1993. V.65. P.2201–2216.
  122. Chen X., Berg H.C. Torque-speed relationship of the flagellar rotary motor of Escherichia coli // Biophys. J. 2000. V.78. P.1036–1041.



2. Основные тенденции в области разработки устройств с использованием генетического материала


На сегодняшний день интенсивно развиваются два основные направления, направленные на создание ДНК-компьютеров и ДНК наномеханических устройств, соответственно. Первое связано с разработкой высокопроизводительного вычислителя, функционирующего в лабораторных условиях. Второе нацелено на создание устройств, способных функционировать в биологической среде. Хотя исследования в этих двух направлениях очень тесно связаны друг с другом, их целевые функции существенно различаются. Совершенно естественно, что создание вычислительной машины, использующей тем или иным способом генетический материал, на может быть самоцелью. Если уж создавать такую машину, то хотелось бы, чтобы она была лучше других вычислителей, в частности, желательно, чтобы она имела существенные вычислительные возможности. С другой стороны, даже очень примитивное с вычислительной точки зрения устройство, способное работать в живой клетке, может представлять существенный интерес. Например, сообщение «Создан компьютер, умеющий решать задачу поиска заданного образца в заданной строке», пожалуй, не вызвало бы у окружающих ничего, кроме улыбки… Однако добавка «Компьютер может функционировать в живой клетке» привела бы к настоящей революции в области диагностики наследственных заболеваний… В соответствие с этими различиями в целях можно говорить о различии задач при создании ДНК-компьютера и ДНК наномеханического вычислительного устройства: ДНК-компьютер должен превосходить по вычислительным возможностям другие типы вычислительных устройств, ДНК наномеханическое вычислительное устройство должно быть способно функционировать в биологической среде и пригодно для обеспечения управления ДНК наномеханическими роботами.

Первым устройством, построенным при помощи генетического материала, был ДНК-компьютер Адлемана [1]. Эксперимент, поставленный Адлеманом, был направлен на создание высокопроизводительного вычислителя, который позволил бы решать алгоритмически трудные проблемы за разумное (полиномиальное) время. Эксперимент Адлемана выявил серьезные трудности на пути создания высокопроизводительного вычислителя. Однако он доказал, что молекулярные вычисления возможны и обладают некоторыми существенными достоинствами по сравнению с другими технологиями.

В рамках исследований по созданию ДНК-компьютеров получены весьма интересные теоретические результаты. В частности, разработаны теоретические модели ДНК-вычислений, в рамках которых значительно расширяется класс алгоритмических проблем, разрешимых за разумное время (см., например, [2] – [5]). Имеются существенные продвижения и в экспериментальной области. Например, гибридный чип исследовательской группы биомолекулярных информационных систем (BioMIP) Фраунгоферовского общества. Большое внимание исследователей сосредоточено на создании ДНК-чипов путем размещения на поверхности чипов предварительно синтезированных полинуклеотидов или отдельных мономеров с последующей гибридизацией (см. [6] – [30]). В частности, существенные продвижения получены в области точного позиционирования генетических последовательностей в пространстве, инструментов нанесения генетических последовательностей на поверхность чипа, возможности размещения разнообразных последовательностей (наиболее наглядный пример достижений в этой области можно найти в [31]). Однако на сегодняшний день модели ДНК-компьютеров, хорошо проявившие себя в рамках экспериментов, обладают довольно низким теоретическим потолком вычислительных возможностей. В значительной мере это объясняется тем, что как создание самих чипов, так и управление генетическим материалом осуществляется преимущественно при помощи внешнего управления. Другим существенным затруднением является алгоритмическая сторона используемой технологии. Дело в том, что конструирование генетических последовательностей, используемых в ДНК-чипах, основано на методе, называемом секвенсинг гибридизацией (sequencing by hybridization) (см. [32] – [35]). Этот метод активно изучается и используется (см. [36] – [41]). Он является на сегодняшний день основным лабораторным методом анализа и конструирования больших генетических последовательностей. В работе [42] предложен комплексный подход к изучению вычислительной сложности алгоритмических проблем, возникающих при использовании секвенсинга гибридизацией. А именно, в [42] сформулированы три основные проблемы SBH, SBH-ADD, SBH-DEL. Хотя проблема SBH решается за полиномиальное время, для практического использования секвенсинга гибридизацией алгоритма, позволяющего решать только эту проблему, явно недостаточно, поскольку при работе с большими объемами генетического материала трудно полностью исключить возможность возникновения ошибок. Для надежного функционирования метода необходимы эффективные алгоритмы, позволяющие решать проблемы SBH-ADD и SBH-DEL. Для решения проблемы SBH-DEL эффективных алгоритмов пока неизвестно. Неизвестна и трудность этой проблемы. Для проблемы SBH-ADD в работе [43] установлено, что она является NP-полной. Поэтому не следует надеяться на нахождение быстрого алгоритма, решающего эту проблему в общем случае (некоторые эффективные алгоритмы для решения этой проблемы предложены в [44]). У моделей, предполагающих значительное увеличение производительности, имеются серьезные трудности с точки зрения практической реализации, которые, как правило, связаны с невозможностью осуществлять достаточно надежный контроль за процессами, происходящими в генетической жидкости. И в том, и в другом случаях явно прослеживается связь с недостаточной эффективностью использования генетического материала. В связи с этим на современном этапе направление по созданию ДНК наномеханических устройств представляется актуальным не только с точки зрения возможности функционирования в живых клетках, но и потому, что именно оно может вывести на создание устройств, способных функционировать непосредственно в генетической жидкости ДНК-компьютеров и нацеленных на оптимизацию ее использования.