Книги, научные публикации
Pages: | 1 | ... | 7 | 8 | 9 | 10 | 11 | ... | 12 | 1 2 3 Б. Албертс Д. Брей Дж. Льюис М. Рэфф К. Робертс Дж. Уотсон МОЛЕКУЛЯРНАЯ БИОЛОГИЯ КЛЕТКИ 2-Е ИЗДАНИЕ, ПЕРЕРАБОТАННОЕ И ДОПОЛНЕННОЕ В 3 томах 3 Перевод с английского канд. ...
-- [ Страница 9 ] --Как же происходит выбор пути? Не попадают ли конусы роста в разные места назначения просто в зависимости от исходной позиции, подобно автомашинам на скоростном шоссе, где запрещено менять полосу движения? Чтобы проверить эту гипотезу, у раннего зародыша вырезали кусочек нервной трубки и перевертывали его на 180 еще до того, как начинался рост аксонов. Тогда мотонейроны, первоначально предназначенные для иннервации мышцы А, оказывались на месте нейронов для мышцы В, и наоборот. Как выяснилось, если перемещение не слишком велико, то конусы роста перемещенных нейронов все же приходят к мышцам, соответствующим первоначальному положению нейрона в нервной трубке, хотя для этого они вынуждены двигаться по измененным путям (рис. 19-69). Это означает, что нейроны, предназначенные для разных мышц, не эквивалентны (разд. 16.4.6): подобно нейронам головного мозга у мышей reeler, они различаются не только своим расположением, но и какими-то внутренними химическими особенностями. Такую неэквивалентность нейронов обычно называют нейронной специфичностью. Как уже говорилось в гл. 16, клетки соединительной ткани в различных областях зачатка конечности тоже неэквивалентны, так что различия между ними могли бы определять выбор того или иного пути тем или иным конусом роста.
В центральной нервной системе как у позвоночных, так и у беспозвоночных тоже, судя по имеющимся данным, определенные группы нейронов или глиальных клеток несут специфические метки, которые узнаются другими нейронами и тем самым помогают установить избирательные нервные связи. Но мы еще почти ничего не знаем о молекулах, участвующих в таких процессах как в центральной, так и в периферической нервной системе.
Рис. 19-69. Схематически представленный здесь эксперимент на курином зародыше показывает, что мотонейроны даже после их перемещения посылают свои аксоны к тем мышцам, которые соответствуют первоначальному положению этих нейронов в спинном мозгу зародыша. Обратите внимание, что аксоны мотонейронов, расположенных на разных уровнях спинного мозга, сближаются, образуя сплетение у основания конечности, а затем расходятся для иннервации различных мышц. Конус роста, проходящий через сплетение, должен выбрать один из многих путей.
19.7.10. Ткани-мишени выделяют нейротропные факторы, регулирующие рост и выживание нервных клеток [58] В начальном участке пути движение конуса роста направляется тканями, в которых он перемещается;
приблизившись к месту назначения, конус роста попадает под влияние мишени - часто еще до прямого соприкосновения с нею - благодаря действию нейротропных факторов, выделяемых клетками-мишенями. Как мы уже видели на примере ганглия, иннервирующего зачаток челюсти, такие факторы могут служить хемотаксическими аттрактантами для конусов роста. Однако еще важнее то, что от них зависит выживание конусов роста, ветвей аксона и целых нейронов.
Первым из нейротропных факторов был идентифицирован фактор роста нервов (ФРН), и в настоящее время он лучше всего изучен. Этот фактор был открыт случайно в ходе экспериментов с трансплантацией тканей и опухолей куриным эмбрионам. Трансплантаты одного вида опухолей необычайно обильно иннервировались и вызывали значительное разрастание определенных групп периферических нейронов в близлежащих областях. Такому влиянию подвергались нейроны только двух категорий: сенсорные и симпатические (подкласс периферических вегетативных нейронов, регулирующих сокращение гладкой мускулатуры и функцию экзокринных желез). Экстракты из опухоли стимулировали также рост нейритов в культуре этих нейронов. Дальнейшие исследования показали, что в культуре другой ткани-слюнной железы самца мыши - такой же стимулирующий фактор образуется в огромных количествах. Эта лигра природы пока еще не разгадана, так как образование ФРН клетками слюнной железы не имеет видимой связи с главной функцией этого фактора, но так или иначе открылась возможность получать чистый ФРН в количествах, достаточных для выяснения его химической природы и изучения его функций. Оказалось, что активность связана с белком димером, содержащим две идентичные полипептидные цепи из 118 аминокислотных остатков каждая. После того как ФРН был выделен в чистом виде, появилась возможность получать антитела, блокирующие его действие. Если антитела к ФРН ввести мыши, у которой развитие нервной системы еще не закончено, то большая часть симпатических нейронов и некоторые сенсорные нейроны погибнут.
Точно так же и в культуре ткани без ФРН симпатические нейроны и часть сенсорных нейронов погибают;
если же ФРН присутствует, они выживают и образуют нейриты (рис. 19-70). Влияние на выживание нейронов и на образование нейритов - два разных эффекта ФРН. Это можно наглядно показать, если поместить клетки в средний отсек культуральной чашки, отделенный от двух боковых отсеков перегородкой, которая препятствует смешиванию сред, но допускает прорастание нейритов (рис. 19-71). Когда ФРН имеется во всех трех отсеках, нейриты прорастают во все три. Если в одном из боковых отсеков ФРН отсутствует, нейриты в него не прорастают. И наконец, если ФРН удалить из бокового отсека, в котором уже появились нейриты, то они уменьшаются и втягиваются до перегородки между отсеками. Клетки в центральном отсеке не смогут выжить и выпустить отростки, если ФРН не будет присутствовать здесь с самого начала;
но если вначале во все отсеки добавить ФРН, а затем, после того как нейриты прорастут в боковые отсеки, убрать ФРН из центрального, то клетки выживают и рост нейритов в боковых отсеках продолжается.
Таким образом, ФРН не только оказывает локальное воздействие на отдаленные части клетки, поддерживая и стимулируя рост нейритов и конусов роста, но служит также фактором выживания для всей клетки в целом. При локальном воздействии на конус роста наблюдается прямой, быстрый эффект, не зависящий от связи с телом клетки;
если Рис. 19-70. А. Симпатический ганглий, культивируемый в течение 48 ч с ФРН (вверху) и без него (внизу) (микрофотография в темном поле). Нейриты прорастают из симпатических нейронов только в присутствии ФРН. Каждая культура содержит также шванновские клетки, мигрировавшие из ганглия, но ФРН на эти клетки не влияет. Б. Поведение сенсорных нейронов, которые росли 24 ч в среде с ФРН (слева), в контрольной среде без ФРН (в середине) и в среде, содержащей экстракт скелетной мышцы (справа) (фазовоконтрастные микрофотографии).
Сенсорные нейроны, представленные в верхнем ряду, иннервируют главным образом поверхность тела (но, кроме того, посылают небольшое число отростков к скелетным мышцам и другим мишеням). Большая часть этих клеток реагирует на ФРН так же, как и симпатические нейроны, показанные на фото А. Сенсорные нейроны на фотографиях нижнего ряда в норме иннервируют скелетные мышцы (обеспечивая сенсорную обратную связь). Эти нейроны нечувствительны к действию ФРН, но сильно реагируют на добавление экстракта, приготовленного из скелетной мышцы. (А -с любезного разрешения Naomi Kleitman;
Б из A.M. Davies. Dev. Biol., 115;
56-67, 1986.) среду, содержащую ФРН, заменить средой без ФРН, то конусы роста уже через 1-2 мин прекратят движение. Помимо непосредственной реакции на ФРН конусы роста клеток, чувствительных к ФРН, поглощают его путем эндоцитоза, а затем ФРН в пузырьках переносится с помощью ретроградного аксонного транспорта к телу нейрона, где этот фактор (или какой-то внутриклеточный посредник), по-видимому, предотвращает гибель клетки.
19.7.11. В результате гибели клеток число выживших нейронов регулируется в соответствии с количеством ткани мишени [59] У позвоночных спинномозговые сенсорные ганглии образуются по сегментарной схеме, соответствующей ряду позвонков в позвоночнике. Каждый ганглий состоит из группы сенсорных нейронов, происшедших из нервного гребня и посылающих один нейрит наружу, к периферии тела, а другой - внутрь, к спинному мозгу. Вначале зачатки всех ганглиев одинаковы по размерам, но у взрослого животного ганглии тех сегментов тела, где прикреплены конечности, содержат гораздо больше нейронов, чем ганглии других сегментов (рис. 19-72). Такое различие обусловлено главным образом гибелью клеток: значительная часть нейронов во многих ганглиях погибает. Если на ранней стадии развития удалить зачаток конечности, то ближайшие к нему ганглии уменьшатся до размеров остальных;
и напротив, если в грудную область зародыша пересадить еще один, добавочный зачаток конечности, то он будет иннервироваться и на этом уровне в ганглии сохранится необычно большое число нейронов.
Полагают, что выживание нейронов ганглия в соответствии с количеством ткани-мишени в значительной степени Рис. 19-71. Схема эксперимента на культуре ткани, доказывающего, что симпатические нейроны не только нуждаются для своего выживания в ФРН, но посылают конусы роста лишь туда и поддерживают нейриты лишь в тех областях, где имеется ФРН. Обратите внимание, что до тех пор, пока клетка имеет нейриты, доходящие до участков с ФРН, для выживания клетки не требуется присутствия ФРН в области ее тела.
опосредуется ФРН, выделяемым этой тканью. Если на определенной стадии развития в эмбрион ввести дополнительное количество ФРН, то многие из тех нейронов, которые в норме погибли бы, сохранятся, так же как и нейроны в области ампутированного зачатка конечности.
Может показаться, что образовывать избыточные нейроны, а затем частично уничтожать их с целью регулирования их числа слишком расточительно. И все же эта стратегия широко используется у позвоночных в процессах развития как сенсорных, так и моторных нейронов, как в центральной нервной системе, так и в периферической. Например, около 50% всех мотонейронов, иннервирующих скелетные мышцы, погибают в процессе развития зародыша в течение нескольких дней после установления контакта с мышцами-мишенями. По-видимому, выживание нейронов в этих системах регулируют разнообразные трофические факторы, вроде ФРН, выделяемые клетками-мишенями. Такая Рис. 19-72. Регуляция выживания нервных клеток в сенсорных спинномозговых ганглиях куриного эмбриона. Изображены ганглии и нервы 8-9 дневного зародыша. Размеры каждого ганглия соответствуют числу выживших нейронов, которое в свою очередь зависит от количества ткани, иннервируемой данным ганглием. (По V. Hamburger, J. Exp. Zool. 68: 449 -494, 1934 а. J.Exp. Zool., 80;
347-389, 1939.) стратегия обладает рядом важных преимуществ. Во-первых, этот механизм позволяет автоматически корректировать отклонения в относительных размерах различных частей тела. Во-вторых, эти процессы облегчают эволюцию: если в результате мутаций изменится величина какой-то части тела, то число иннервирующих ее нейронов будет автоматически приспосабливаться к этому и не понадобится дополнительных мутаций, изменяющих программу образования нейронов. И наконец, небольшое число нейротропных факторов, таких как ФРН, могут регулировать количественное соответствие большого числа мишеней и источников их иннервации, даже если система связей очень сложна. Благодаря аксонному транспорту фактор, выделяемый данной мишенью, селективно переносится в тела нейронов, иннервирующих эту мишень, а не каких-либо других нейронов, которые могут быть расположены там же и имеют сходные рецепторы, но посылают аксоны в другие места. Таким образом, гибель клеток, регулируемая нейротропными факторами роста, может помогать установлению точного соответствия между числом клеток в различных частях нервной системы.
19.7.12. Нервные связи создаются и разрушаются на протяжении всей жизни [60] Есть данные, что даже в нормальной, неповрежденной нервной ткани дендриты и окончания аксонов непрерывно втягиваются и отрастают вновь. Например, можно наблюдать, как определенные нейроны зрелого вегетативного ганглия мыши втягивают одни дендритные ветви и выпускают другие в течение месяца (рис. 19-73). В нормальных условиях такие изменения происходят медленно и в ограниченной степени, но если часть клеток-мишеней лишается иннервации, этот механизм включается на полную мощность. Это можно показать на примере скелетной мышцы, перерезав часть иннервирующих ее аксонов;
тогда денервированные мышечные волокна, очевидно, выделяют способный к диффузии фактор, стимулирующий образование новых конусов роста из нервных окончаний, сохранившихся на соседних мышечных клетках (рис. 19-74).
Этот фактор скелетных мышц пока не идентифицирован, но для гладких мышц показано, что аналогичную роль там играет ФРН. Денервация приводит к увеличению количества ФРН в гладкой мышце (по крайней мере отчасти из-за того, что теперь его поглощает и отводит меньшее число нервных окончаний);
избыток ФРН стимулирует рост аксонов по направлению к мышце, и иннервация восстанавливается.
Очевидно, в интактном организме ФРН действует так же, как и в культуре in vitro, т. е. как фактор выживания, определяющий, будут ли клетки жить или погибнут, и как локальный стимулятор активности конусов роста, регулирующий ветвление концевых участков аксона. Первая функция имеет особое значение в период развития, а вторая важна на протяжении всей жизни;
однако обе они приводят к одному результату: с их помощью иннервация приспосабливается к потребностям мишени. Сейчас появляется все больше данных о существовании других нейротропных факторов роста, выполняющих такие же функции по отношению к другим видам нервных клеток (см. рис. 19-70). В следующем разделе мы увидим, что такие факторы, вероятно, играют важную роль в регулирующем влиянии электрической активности на развитие систем нервных связей.
Рис. 19-73. Перестройка дендритов у нейронов верхнего шейного (вегетативного) ганглия мыши. У наркотизированного животного осторожно обнажали ганглий и для выявления дендритов вводили путем микроинъекции флуоресцентный краситель в тело одной из нервных клеток. Рану зашивали, а через несколько дней или недель операцию повторяли и снова вводили краситель в тот же самый нейрон. На верхних и нижних рисунках показаны два нейрона, повторно окрашенные через разные промежутки времени. Чем длиннее интервал между первой и второй инъекциями, тем больше изменений в картине ветвления дендритов. (Перепечатано с разрешения D. Purves, R.
D. Hadley, Nature, 315, 404-406, 1985. Copyright 1985 Macmillan Fournals Limited.) Рис. 19-74. Если перерезать часть аксонов, иннервирующих скелетную мышцу, то какая-то доля волокон этой мышцы лишится иннервации, тогда как у соседних волокон иннервация сохранится. Перерезанные аксоны дегенерируют, а оставшиеся аксоны, хотя они не были повреждены, начинают активно ветвиться в тех местах, где они лежат вблизи денервированного волокна. Через один или два месяца те из новых веточек, которые нашли путь к освободившимся участкам на денервированном мышечном волокне, образуют на нем стабильные синапсы и восстанавливают иннервацию, а все остальные веточки отмирают. Этот феномен позволяет предполагать, что денервированные мышечные волокна выделяют какой-то фактор, способствующий прорастанию. (Воспроизведено с разрешения М.С. Brown, R. L. Holland, W. G. Hopkins, Ann. Res.
Neurosci., 4, 17-42, 1981. Copyright 1981 by Annual Reviews Inc.) Заключение Развитие нервной системы удобно разделить на три этапа, которые частично перекрываются. На первом этапе нейроны образуются в соответствии с собственной программой клеточной пролиферации и вновь образующиеся клетки мигрируют из мест своего рождения, чтобы упорядоченным образом расположиться в других участках. На втором этапе от клеток отрастают аксоны и дендриты, кончики которых продвигаются с помощью конусов роста. Конусы роста перемещаются по строго определенным путям, направляемые главным образом контактными взаимодействиями с поверхностью других клеток или с компонентами внеклеточного матрикса. Нейроны, предназначенные для связи с разными мишенями, ведут себя так, как если бы они обладали разными, только им присущими особенностями (нейронная специфичность), что может выражаться в различных свойствах клеточной поверхности, позволяющих конусам роста выбирать разные пути. В конце своего пути конус роста встречается с клеткой, с которой он должен образовать синапс, и оказывается под влиянием нейротропных факторов, выделяемых этой клеткой. Эти факторы регулируют ветвление аксона и передвижение конусов роста вблизи ткани-мишени и, кроме того, контролируют выживание нейронов, которым принадлежат конусы роста. С помощью этих двух эффектов нейротропные факторы, такие как фактор роста нервов (ФРН), регулируют плотность иннервации тканей-мишеней. На третьем этапе развития нервной системы, который будет рассмотрен в следующем разделе, образуются синапсы, а затем схема связей уточняется с помощью механизмов, зависящих от электрической активности.
19.8. Образование и уничтожение синапсов [61] Встреча конуса роста с клеткой-мишенью - один из ключевых моментов в развитии нейронов: и конус роста, и клетка-мишень подвергаются трансформации, в результате которой устанавливается синаптическая связь. Но на этом процесс развития не заканчивается - многие из синапсов, образовавшихся вначале, позднее уничтожаются, а где-то на этой же клетке-мишени образуются новые. Такие локальные изменения схемы синаптических связей дают возможность исправлять ошибки в образовании связей и осуществлять тонкую настройку: первоначальная схема связей и осуществлять тонкую настройку: первоначальная схема связей приблизительно намечается с помощью факторов, направляющих миграцию конусов роста по специфическим путям к клеткам-мишеням;
затем образуются предварительные синаптические соединения, позволяющие пре- и постсинаптическим клеткам взаимодейство- вать;
и наконец, первоначальные соединения пересматриваются и уточняются с помощью механизмов, использующих как нейротропные факторы, так и электрические сигналы в виде потенциалов действия и синаптических потенциалов. Поэтому внешние стимулы, способные возбуждать электрическую активность в нервной системе, могут влиять на развитие схемы нервных связей.
В этом разделе мы рассмотрим образование синапсов на молекулярном уровне, а также правила, определяющие, будет ли синапс образован или уничтожен, и роль электрической активности в регуляции этих процессов. Мы начнем с синапсов между мотонейронами и клетками скелетной мышцы, поскольку они лучше изучены.
19.8.1. Синаптический контакт приводит к специализации данных участков растущего аксона и клетки-мишени для функции передачи сигналов [62] Ранние этапы образования нервно-мышечного синапса проще всего наблюдать в культуре. Здесь можно видеть, что значительная часть молекулярного механизма синаптической передачи существует еще до того, как конус роста достигнет мышечной клетки. По мере того как конус роста продвигается вперед, он при электрическом возбуждении тела нейрона выделяет небольшие количества ацетилхолина (рис. 19-75). Мембрана конуса роста уже содержит потенциал-зависимые кальциевые каналы для сопряжения электрического возбуждения с секрецией;
эти каналы служат также для распространения нервных импульсов по эмбриональному нейриту (в котором поначалу нет натриевых каналов). Еще до того, как мышечная клетка иннервируется, она уже имеет ацетилхолиновые рецепторы (эмбрионального типа) и может реагировать на ацетилхолин деполяризацией и сокращением.
Относительно мало эффективную синаптическую передачу можно наблюдать уже через несколько минут после первого контакта конуса роста с мышечной клеткой. Однако для образования зрелого синапса и у конуса роста, и у клетки-мишени должна развиться структурная и биохимическая специализация - процесс, который обычно продолжается несколько дней. Конус роста прекращает движение, в нем накапливаются синаптические пузырьки, а в определенном участке образуются лактивные зоны для быстрого и узколокального высвобождения ацетилхолина (разд. 19.3.3). Ацетилхолиновые рецепторы на поверхности мышечной клетки концентрируются на синаптическом участке, а в других областях плазматической мембраны их становится мало. Как достигается такое перераспределение рецепторов для нейромедиатора? Этот Рис. 19-75. Схема эксперимента, показывающего, что из конуса роста мотонейрона в ответ настимуляцию тела клетки высвобождаются порции ацетилхолина. Ничтожные количества выделяемого медиатора обнаруживают, измеряя его влияние на силу тока, протекающего через кусочек мембраны мышечного волокна, которая закрывает отверстие микропипетки и содержит множество рецепторов ацетилхолина. Из конуса роста ацетилхолин выделяется в гораздо меньших количествах и с меньшей регулярностью, чем из зрелого синаптического окончания.
вопрос касается не только мышечных клеток, но и нейронов: для успешной передачи сигналов и обработки информации нейроны тоже должны концентрировать определенные виды рецепторов и ионных каналов в определенных областях плазматической мембраны.
19.8.2. Рецепторы ацетилхолина диффундируют в мембране мышечной клетки и собираются в месте формирования синапса [63] В зрелой мышечной клетке концентрация ацетилхолиновых рецепторов в области синапса в тысячу с лишним раз выше, чем на других участках мембраны. Эксперименты с гашением флуоресценции (разд. 6.2.9) показывают, что рецепторы в области синапса привязаны и не могут свободно передвигаться в плоскости мембраны. В отличие от этого в неиннервированной мышечной клетке зародыша рецепторы распределены по всей ее поверхности и способны диффундировать более свободно. Когда с мышечной клеткой образует контакт аксон мотонейрона, рецепторы ацетилхолина начинают скапливаться на участке мембраны, лежащем под окончанием аксона;
а вновь синтезируемые рецепторы тоже включаются теперь в мембрану главным образом в области развивающегося синапса (рис. 19-76). Рецепторы становятся закрепленными на месте - возможно, в результате взаимной адгезии, а может быть, благодаря связыванию с цитоскелетом или с внеклеточным матриксом. Некоторые важные сведения относительно того, каким образом аксон выбирает место будущего синапса, получены при изучении регенерации нервно-мышечного соединения.
19.8.3. Место нервно-мышечного контакта отличается устойчивой специализацией базальной мембраны [64] Каждую мышечную клетку окружает базальная мембрана (см. рис. 19-16 и 19-18, А). В случае сильного повреждения мышечное волокно дегенерирует и отмирает, а его остатки уничтожаются макрофагами. Однако базальная мембрана при этом сохраняется и служит как бы формой, в которой из оставшихся стволовых клеток может образоваться новое мышечное волокно (разд. 17.6.3). Даже тогда, когда разрушено не только мышечное волокно, но и нервное окончание, место прежнего нервно-мышечного контакта все еще можно определить по неровной поверхности базальной мембраны в этом участке. Эта синоптическая базальная мембрана обладает особыми химическими свойствами, и можно получить антитела, которые будут избирательно связываться с ее поверхностью. Интересно то, что именно синаптическая базальная мембрана определяет локализацию остальных компонентов синапса. Значение базальной мембраны для образования нервно-мышечного соединения было продемонстрировано в серии экспериментов на амфибиях. После одновременного разрушения нерва и мышечной клетки когда остается лишь пустая оболочка из базальной мембраны, можно Рис. 19-76. Скопление ацетилхолиновых рецепторов в том участке мембраны развивающегося мышечного волокна, где образуется синапс между окончанием двигательного аксона и клеткой. Это скопление отчасти обусловлено диффузией рецепторов из соседних участков мембраны мышечного волокна, а отчасти тем, что здесь в мембрану включаются вновь синтезируемые рецепторы. По-видимому, эти процессы не зависят от выделения из нервного окончания нейромедиатора, так как происходят и в присутствии веществ, блокирующих потенциалы действия в нервной клетке, и даже при наличии во внеклеточной среде высоких концентраций -бунгаротоксина (компонент змеиного яда, который, связываясь с ацетилхолиновыми рецепторами, блокирует их взаимодействие с ацетилхолином). Рецепторы, скопившиеся в месте образования синапса, находятся как бы в ловушке-скорость обновления этих рецепторов здесь гораздо ниже, чем в других участках мембраны, и время жизни достигает пяти дней и более.
легко убедиться, что синаптический участок базальной мембраны специфически удерживает молекулы ацетилхолинэстеразы, которая в нормальном синапсе гидролизует выделяемый нервными окончаниями ацетилхолин. К тому же базальная мембрана удерживает в месте синапса и окончание аксона;
если разрушить только мышечную клетку, оно остается связанным с базальной мембраной на протяжении многих дней. С другой стороны, удаление базальной мембраны с помощью коллагеназы приводит к тому, что окончание аксона отделяется даже при сохранности мышечной клетки.
В самом деле, по-видимому, базальная мембрана сама по себе способна направлять процесс регенерации окончания аксона. Это было продемонстрировано в следующем опыте: нерв и мышечную клетку разрушают, а затем дают возможность нерву регенерировать, и хотя чехол из базальной мембраны остается пустым, регенерирующий аксон отыскивает место первоначального синапса и образует здесь синаптическое окончание. Кроме того, базальная мембрана контролирует локализацию ацетилхолиновых рецепторов в месте синаптического соединения. Если разрушить нерв и мышечное волокно и дать возможность регенерировать мышце, а регенерацию нерва блокировать, то рецепторы ацетилхолина, синтезируемые регенерировавшей мышцей, локализуются преимущественно в области прежнего соединения, несмотря на отсутствие нерва (рис.
19-77). Как и следовало ожидать, экстракты, приготовленные из базальной мембраны нервно-мышечного соединения, содержат белок, называемый агрином, который способствует агрегации рецепторов в культуре мышечных клеток.
Очевидно, когда аксон контактирует с мышечной клеткой, он откладывает (или заставляет откладывать мышечную клетку) такие макромолекулы, как агрин, стабилизирующие синаптическое соединение. Однако базальной мембраны недостаточно для образования нервно мышечного синапса: далеко не все встречи аксона с мышечной клеткой приводят к образованию синапса, и не все вновь образуемые синапсы абсолютно стабильны.
Рис. 19-77. Эксперимент, показывающий, что специфические свойства базальной мембраны нервно-мышечного соединения регулируют локализацию других компонентов синапса.
19.8.4. Восприимчивость мышечной клетки к образованию синапсов регулируется ее электрической активностью [63, 65] Если у крысы перерезать нерв и передвинуть его конец так, чтобы он оказался над соседней нормальной мышцей, то перерезанные аксоны будут регенерировать и расти по поверхности этой мышцы;
но до тех пор, пока нормальная иннервация этой мышцы не нарушена, чужеродные аксоны не будут вступать в контакт с отдельными клетками этой мышцы и образовывать на них синапсы. Если же перерезать нерв, в норме иннервирующий эту мышцу, то будут наблюдаться поразительные изменения. За несколько дней изменятся метаболизм и свойства мембраны мышечных клеток - в частности, будет синтезироваться и включаться в мембрану большое количество новых ацетилхолиновых рецепторов, что сделает клетку сверхчувствительной к ацетилхолину. В то же время мышечные клетки станут восприимчивыми к образованию новых синапсов с чужими аксонами, растущими на поверхности мышцы. Хотя эти аксоны предпочитают участки, где раньше находились синапсы, они смогут образовывать синапсы и на новых участках мышечных клеток. Как только синапсы будут сформированы, равномерное распределение ацетилхолиновых рецепторов исчезнет (как и в процессе эмбрионального развития)-они сохранятся в высоких концентрациях лишь в местах образования синапсов (рис. 19-78).
При денервации мышцы прекращается нормальная стимуляция этой мышцы со стороны нерва: к описанным выше изменениям приводит главным образом отсутствие электрической активности в мышечных клетках;
оно же приводит и к выделению фактора, стимулирующего ветвление аксонов, о котором упоминалось раньше (разд. 19.8.4). Все эти эффекты денервации, в результате которых мышца становится более восприимчивой к образованию синапсов, можно воспроизвести с помощью местной анестезии интактного нерва, блокирующей проведение импульсов к мышце. И наоборот, если лишенную иннервации мышцу искусственно стимулировать через вживленные электроды, то чувствительность внесинаптических участков мембраны к ацетилхолину будет подавлена, так же как и образование новых синапсов. В норме электрическая активность, вызываемая нейроном, уже образовавшим синапс, лоберегает клетку от нежелательной дополнительной иннервации.
Примерно таким же образом электрическая активность регулирует элиминацию синапсов во время развития. У зародыша позвоночных к неиннервированной мышце практически одновременно приходит много нервных окончаний, и вначале образуется немало лишних синапсов.
Свойственная зрелой мышце иннервация, при которой на каждой мышечной клетке имеется только по одному синапсу, создается в результате двух разных процессов, разделенных во времени. Первый из них - это гибель избыточных мотонейронов, а второй - удаление лишних ветвей аксона (элиминация синапсов).
Рис. 19-78. Эксперимент на камбаловидной мышце крысы, который показывает, что денервированная мышечная клетка способна к образованию синапса после пересадки чужеродного нервного волокна. Обратите внимание, что в результате денервации распределение ацетилхолиновых рецепторов в мембране мышечной клетки изменяется: вновь синтезируемые рецепторы распределяются по всей клеточной поверхности, хотя в месте прежнего нервно-мышечного соединения концентрация рецепторов остается особенно высокой. После денервации изменяется и электрическая возбудимость мембраны, так как в мембране появляется новый класс потенциал-зависимых каналов, которые относительно устойчивы к действию тетродотоксина.
19.8.5. Электрическая активность мышцы влияет на выживание эмбриональных мотонейронов [59, 66] Как уже отмечалось, примерно 50% мотонейронов зародыша погибает вскоре после образования синаптических контактов с мышечными клетками. Такую гибель лишних нейронов можно предотвратить, блокировав нервно-мышечную передачу (например, -бунгаротоксином), или, наоборот, усилить, подвергнув мышцу прямой электрической стимуляции. Это позволяет предполагать, что электрическая активность мышцы регулирует образование в мышце нейротропного фактора, необходимого для выживания эмбриональных мотонейронов. Этот фактор, возможно, идентичен тому фактору, который, как полагают, вызывает рост аксонных окончаний по направлению к денервированной мышце. Когда мышца бездействует в результате блокирования синаптической передачи или из-за отсутствия иннервирующих аксонов, этот фактор образуется в больших количествах как сигнал о том, что клетка нуждается в иннервации. Электрическая активация мышцы под действием искусственных стимулов или в результате спонтанного возбуждения иннервирующих ее мотонейронов подавляет образование фактора, и часть незрелых мотонейронов зародыша гибнет в конкуренции за его оставшиеся малые количества.
19.8.6. Электрическая активность регулирует конкурентную элиминацию синапсов в соответствии с правилом возбуждения [61, 67] Даже после гибели половицы эмбриональных мотонейронов на развивающейся мышце остается большой избыток синапсов. Каждый мотонейрон сильно ветвится, образуя синапсы на нескольких мышечных клетках, и каждая клетка чаще всего иннервируется отростками нескольких нейронов. Для того чтобы создалась система связей, присущая взрослому организму, необходима элиминация всех синапсов, кроме одного, на каждой мышечной клетке. Процесс элиминации синапсов во время развития был хорошо изучен на камбаловидной мышце (m. soleus) крысы, где к моменту рождения отдельная мышечная клетка иннервируется в среднем тремя мотонейронами. В последующие две-три недели каждый нейрон втягивает значительную часть своих терминальных ветвей, пока каждая клетка не будет иннервироваться одной-единственной ветвью одного мотонейрона (рис. 19-79). Если бы излишние ветви аксонов уничтожались случайным образом, Рис. 19-79. Устранение лишних синапсов в скелетной мышце млекопитающего после рождения. Для ясности показаны далеко не все концевые ветви двигательных аксонов;
на самом деле один аксон в зрелой мышце иннервирует своими разветвлениями несколько сотен мышечных волокон.
Все аксонные ветви, иннервирующие одно незрелое мышечное волокно, обычно образуют синапсы на одном и том же небольшом участке мышечной клетки и конкурируют до тех пор, пока не останется лишь один синапс.
Рис. 19-80. Один из нескольких молекулярных механизмов, которые могли бы лежать в основе правила возбуждения. Согласно представленной здесь гипотезе, сохранение синапса зависит от фактора роста нервов, выделяемого постсинаптической клеткой. Секрецию этого фактора вызывает локальная электрическая стимуляция, когда к синапсу приходит потенциал действия;
в остальное время медиатор выделяется спонтанно, но с меньшей скоростью. Фактор роста поглощается окончанием аксона, которое только что было активировано, путем эндоцитоза вместе с мембранным материалом сразу после выделения медиатора (разд. 19.3.4). Окончания, поглощающие фактор роста, увеличиваются в размерах и накапливают вещества, укрепляющие синаптическую связь. Чем чаще осуществляется стимуляция мышцы, тем скорее истощаются внутриклеточные запасы фактора и тем реже происходит его спонтанное высвобождение без стимуляции. Поэтому неактивные нервные окончания, конкурирующие с активными, не могут получить необходимого количества фактора роста, постепенно сжимаются и в конце концов отмирают. Два окончания, активные в разное время, конкурируют за ограниченное количество фактора роста, содержащегося в постсинаптической клетке. Так как крупные окончания поглощают больше фактора роста и в результате становятся еще крупнее, конечный исход такой конкуренции может зависеть от незначительной разницы в первоначальных размерах окончаний. Согласно другой гипотезе, в результате стимуляции постсинаптической клетки происходит локальное выделение или активация протеазы, которая разрушает неактивные синапсы, в то время как активные синапсы каким-то образом защищены от действия этой протеазы.
то некоторые мышечные волокна могли бы совсем лишиться иннервации, тогда как на других сохранилось бы несколько синапсов. Тот факт, что на каждой клетке остается только один синапс, означает, что процесс элиминации синапсов носит конкурентный характер. Действительно, конкурентное устранение лишних синапсов во всех отделах нервной системы представляет собой один из важнейших механизмов, регулирующих развитие нервных связей и, как мы увидим позже, последующую модификацию этих связей под действием внешних стимулов. Хотя молекулярные механизмы конкурентной элиминации синапсов остаются непонятными, видимо, конкуренция в большинстве случаев подчиняется нескольким простым общим правилам, применимым как для нервно-мышечных, так и для межнейронных синапсов.
Во-первых, хотя сначала конкуренция и включает элемент случайности, но окончательный результат совершенно однозначен - нейрон либо выживает, либо полностью уничтожается. Во-вторых, обычно конкуренция происходит только между синапсами, находящимися относительно близко друг к другу на одной клетке-мишени. Таким образом, при нормальном развитии типичного волокна скелетной мышцы млекопитающего приходящие нервные окончания образуют синапсы на одном и том же небольшом участке и конкурируют между собой, пока не останется только один синапс. Если же искусственно вызвать образование нескольких синапсов на одном и том же волокне, но на расстоянии 1 мм и более друг от друга, то множественная иннервация сохранится.
В-третьих, и это самое важное, конкурентная элиминация синапсов зависит от электрической активности как в аксонах, так и в иннервируемых ими клетках. Например, она замедлится, если блокировать возбуждение развивающейся мышцы, воздействуя местноанестезирующим препаратом на нерв или -бунгаротоксином - на нервно-мышечные соединения. В большинстве изученных до сих пор систем инактивация части иннервирующих аксонов приводит к тому, что оставшиеся активными аксоны начинают контролировать большее число клеток-мишеней. Это выглядит так, как будто в районе активного синапса стимулируемая клетка-мишень выделяет какой-то фактор, способствующий разрушению близлежащих синапсов, или, наоборот, перестает синтезировать вещество, необходимое для поддержания синапсов.
Но здесь есть один загадочный момент. Если в результате синаптической стимуляции клетки-мишени синапсы разрушаются, то почему тогда остаются и укрепляются те синапсы, через которые клетка получает стимуляцию? По-видимому, ответ можно найти в следующем правиле:
всякое возбуждение клетки-мишени укрепляет те синапсы, где пресинаптическое окончание аксона было перед этим активно, и способствует гибели тех синапсов, где оно находилось в состоянии покоя.
Поэтому решающую роль играют временные отношения между Рис. 19-81. Изменения в расположении синапсов на нейронах подчелюстного ганглия крысы, происходящие вскоре после рождения. Вначале каждая клетка иннервируется несколькими аксонами. Эти аксоны конкурируют до тех пор, пока в результате элиминации синапсов не останется лишь один аксон. Этот единственный аксон образует на клетке множество синапсов, которые уже не конкурируют между собой. (По D. Purves, J.W.
Lichtman, Physiol. Rev., 58, 821-862, 1978.) активацией аксона и клетки-мишени;
когда несколько независимо активируемых нейронов образуют контакты с одной и той же клеткой, каждый из этих нейронов стремится укрепить свой синапс и содействовать элиминации синапсов, образованных другими нейронами.
Молекулярный механизм, лежащий в основе сформулированного выше правила возбуждения, не ясен. На рис. 19-80 представлена одна из возможных гипотез, а в подписи к рисунку упоминается еще одно объяснение. Как бы то ни было, есть данные о том, что это правило справедливо для многих различных систем, и теперь мы рассмотрим его применительно к межнейронным синапсам.
19.8.7. Синхронно активные окончания аксонов образуют поддерживающие друг друга синапсы [68] Одно из последствий правила возбуждения можно наблюдать в подчелюстном ганглии крысы, где каждый нейрон к моменту рождения иннервируется аксонами примерно от пяти пресинаптических нейронов, находящихся в стволе головного мозга. К концу первого месяца постнатальной жизни благодаря конкурентной элиминации синапсов каждый нейрон ганглия будет иннервирован уже только одним таким аксоном.
Но к этому времени оставшийся аксон образует много новых концевых веточек, формирующих синапсы на других участках той же клетки, поэтому общее число синапсов будет больше, чем вначале (рис. 19-81). Очевидно, что ветви одного аксона должны обладать одним общим свойством, отличающим их от ветвей другого аксона такого же типа: все они будут возбуждаться одновременно. Но в соответствии с правилом возбуждения близкие друг к другу окончания, которые активируются одновременно, взаимно поддерживают образованные ими синапсы, в то время как окончания, возбуждающиеся независимо, конкурируют между собой.
19.8.8. Число сохраняющихся синапсов зависит от числа дендритов у постсинаптического нейрона [69] Так как конкуренция синапсов за выживание отчасти определяется расстоянием между ними, окончательный результат зависит от строения постсинаптической клетки. Нейроны подчелюстного ганглия в структурном отношении атипичны - у них нет дендритов, поэтому синаптическая конкуренция происходит на близких друг к другу участках тела клетки и в результате остаются синапсы, образуемые только одним аксоном. У большинства других нейронов имеется много дендритов, так что они и у взрослых особей продолжают получать сигналы из разнообразных Рис. 19-82. Взаимосвязь между числом первичных дендритов и числом аксонов, образовавших синапсы на отдельных клетках, в ресничном ганглии кролика в процессе развития. При рождении среднее число входных синапсов не зависит от числа дендритов. У взрослых особей среднее число синапсов, переживших период конкурентной элиминации, пропорционально числу дендритов. Справа - отдельные клетки ганглия, на примере которых иллюстрируется эта взаимосвязь. (По D. Purves, R. I. Hume, J. Neurosci. 1: 441 -452, 1981, и R.I. Hume, D. Purves, Nature, 293, 469-471, 1981.) источников, что существенно для выполнения ими интегрирующей функции. Роль дендритов в регулировании элиминации синапсов хорошо видна на примере ресничного ганглия кролика, где у некоторых нейронов много дендритов, а у других очень мало или нет совсем (рис. 19-82). При рождении все нейроны иннервированы одинаковым числом пресинаптических аксонов - примерно четырьмя или пятью. Но во взрослом организме клетки без дендритов получают сигналы только от одного аксона, тогда как число аксонов, иннервирующих другие клетки, возрастает прямо пропорционально числу дендритов. Однако синапсы на одном дендрите обычно образованы окончаниями одного и того же аксона. Поэтому, вероятно, каждый дендрит представляет собой отдельную и независимую территорию, так что синапсы на одном дендрите не конкурируют с синапсами на других дендритах. Так же как и в скелетной мышце, конкуренция носит локальный характер и зависит от асинхронности возбуждения.
Возможно, что наиболее глубокий смысл зависимости конкуренции синапсов от возбуждения раскрывается в тех случаях, когда стимулы от внешнего мира контролируют настройку анатомических связей между нейронами. Это особенно четко выявляется при изучении развития зрительной системы у позвоночных. Ниже будут рассмотрены соответствующие данные о млекопитающих.
19.8.9. У детенышей млекопитающих связи в зрительной системе подвержены влиянию сенсорного опыта [70] В момент рождения зрительная система млекопитающего остается еще незрелой. Первые годы (у человека) или первые месяцы (у кошек или обезьян) представляют собой особый чувствительный (критический) период, когда система нервных связей подвергается настройке, и отсутствие нормального зрительного опыта в этот период может привести к серьезным и необратимым последствиям. Типичный пример этого - так называемый ленивый глаз как результат детского косоглазия. Дети, страдающие косоглазием, часто привыкают пользоваться только одним глазом, так как другой постоянно косит и на его сетчатке редко получается точно сфокусированное изображение. Если косоглазие вовремя исправить и ребенок научится пользоваться обоими глазами, то в дальнейшем глаза будут функционировать нормально. Но если не скорректировать косоглазие в детстве, то неиспользуемый глаз почти полностью и навсегда утратит способность видеть, и уже никакие линзы не помогут - состояние, называемое амблиопией. При этом сам глаз остается нормальным: дефект находится в мозгу. Прежде чем перейти к объяснению природы этого дефекта, нужно рассмотреть некоторые анатомические особенности зрительной системы взрослых млекопитающих.
19.8.10. В зрительной системе млекопитающих активные синапсы стремятся занять место неактивных [71] У таких млекопитающих, как человек или кошка, поля зрения двух глаз почти совпадают, и зрительные сигналы от них комбинируются в мозгу, что обеспечивает бинокулярное стереоскопическое зрение. Это возможно благодаря тому, что аксоны, передающие сигналы от эквивалентных областей двух сетчаток, образуют синапсы в одних и тех же участках мозга (рис. 19-83). В первичной зрительной зоне коры каждого из полушарий головного мозга имеются две упорядоченные карты (проекции) противоположной половины зрительного поля - одна от левого глаза, а другая от правого. Однако эти две проекции накладываются не совсем точно: входы от двух глаз разделены - они представлены узкими чередующимися полосками, так называемыми колонками глазодоминантности. Эта картина схематично представлена на рис. 19-83 и может быть продемонстрирована путем введения в один глаз радиоактивных аминокислот. Меченые молекулы поглощаются нейронами сетчатки и транспортируются по аксонам нервных клеток в кору мозга, каким-то образом проходя через синапсы в передаточных станциях - латеральных коленчатых телах. Например, на радиоавтографах срезов зрительной коры взрослой обезьяны ясно видно, что меченые полоски шириной около 0, мм, получающие информацию от меченого глаза, перемежаются немечеными полосками такой же ширины, получающими входные сигналы от немеченого глаза (рис. 19-84).
Рис. 19-83. Схема главных зрительных путей человека. Входные сигналы от правого и от левого глаза распределяются таким образом, что информация об одних и тех же участках поля зрения попадает в одни и те же области мозга. Обратите внимание, что вся информация от левой половины каждой сетчатки (т. е. от правой половины зрительного поля) поступает в левое полушарие мозга, а от правой половины обеих сетчаток в правое полушарие.
Рис. 19-84. Колонки глазодоминантности в зрительной коре мозга нормальной обезьяны. В один глаз вводили радиоактивный пролин, и животное жило еще 10 дней, в течение которых радиоактивная метка транспортировалась к участкам коры, получающим информацию от этого глаза. Затем приготовляли срезы коры, параллельные ее поверхности, и получали радиоавтограф. При исследовании радиоавтографа в темном поле зёрна, лежащие над радиоактивным участком, выглядят светлыми на темном фоне. Приводимое здесь изображение смонтировано из микрофотографий нескольких серийных срезов, проходивших через кору мозга на разной глубине. Колонки глазодоминантности, связанные с меченым глазом (светлые полосы), имеют ту же ширину, что и колонки, связанные с немеченым глазом (темные полосы). [D. H. Hubel, Т. N. Wiesel, S. Le Vay, Philos. Trans. R. Soc. (Biol.), 278, 377-409, 1977.] Однако в период развития, когда зрительные связи только начинают устанавливаться, никаких колонок глазодоминантности различить не удается: проекции двух сетчаток совпадают полностью. Лишь позднее (обычно в первые недели жизни) эти проекции разделяются на присущие взрослому организму чередующиеся полоски в результате конкурентной элиминации окончаний аксонов. По-видимому, процесс образования системы связей подчиняется правилу возбуждения: аксоны, передающие сигналы от соседних точек сетчатки одного глаза, обычно возбуждаются синхронно друг с другом, но асинхронно с аксонами, несущими сигналы от другого глаза. Аксоны, возбуждающиеся синхронно, взаимно поддерживают и укрепляют синапсы, образованные ими на данной корковой клетке, но вытесняют синапсы от других аксонов. Процесс разделения проекций на чередующиеся полосы можно остановить искусственной стимуляцией обоих зрительных нервов, заставляя аксоны, несущие информацию от левого глаза, возбуждаться строго одновременно с аксонами от правого глаза;
с тем же результатом можно вместо этого подавлять электрическую активность путем инъекции тетродотоксина (блокирующего потенциал-зависимые натриевые каналы) в оба глаза.
Наиболее поразительные функциональные последствия наблюдаются тогда, когда в чувствительный период один глаз специально оставляют закрытым и тем самым лишают зрительной стимуляции. Когда позже глаз открывают, животное ведет себя так, как если бы этот глаз полностью или частично ослеп. На радиоавтографах видно, что колонки глазодоминантности, связанные с закрытым глазом, резко сузились, а колонки, связанные с нормальным глазом, расширились и заняли освободившееся место (рис. 19-85). Опять-таки в соответствии с общим правилом, синапсы, образованные неактивными аксонами, исчезли, тогда как активные аксоны укрепили и умножили свои синапсы. Благодаря такому процессу территория коры мозга предоставляется аксонам, несущим информацию, и не растрачивается на бесполезные аксоны. После того как чувствительный период закончился, этот эффект уже необратим. Таким образом, объем и сложность кортикального аппара- Рис. 19-85. Колонки глазодоминантности в коре обезьяны, один глаз которой был закрыт во время чувствительного периода. В другой глаз ввели радиоактивный пролин и затем приготовили радиоавтограф (см. подпись к рис. 19-84). Колонки глазодоминантности, связанные с глазом, лишенным зрительной информации (темные полосы), оказались суженными, а связанные с другим глазом-расширенными. Если ввести метку в глаз, который был закрыт, получится обратная картина: узкие светлые полосы будут чередоваться с широкими темными. [D. H Hubel, Т. N. Wiesel, S. Le Vay, Philos. Trans. R. Soc. (Biol.), 278, 377-409, 1977.] та - число нейронов и синапсов, с помощью которых взрослый организм будет обрабатывать сенсорную информацию,-зависят от сенсорной стимуляции, получаемой на раннем этапе жизни.
19.8.11. Для образования конвергирующих связей от обоих глаз необходима синхронная бинокулярная стимуляция [70, 71, 72] Ранний зрительный опыт очень важен также для установления нервных связей, обеспечивающих бинокулярное зрение. Например, некоторые дети с неисправленным косоглазием все-таки используют оба глаза, но не вместе, а попеременно. В этом случае оба глаза сохраняют способность видеть, но восприятие глубины (стереоскопическое зрение) уже не развивается. Как показывает регистрация электрических ответов отдельных клеток мозга, это тоже можно объяснить влиянием возбуждения на судьбу синаптических связей.
Стереоскопическое зрение зависит от бинокулярно активируемых нейронов, т. е. нейронов, которые реагируют на конвергентные синаптические сигналы от обоих глаз. Такие нейроны можно выявить у подопытных животных, вводя микроэлектрод в зрительную кору мозга и наблюдая ответы отдельных клеток на стимуляцию того и другого глаза. Такие клетки обнаружены в определенных слоях зрительной коры, расположенных выше и ниже слоя, содержащего монокулярные нейроны, образующие четко выраженные колонки глазодоминантности. В норме у животного очень много бинокулярных нейронов. Но у животного, которое во время чувствительного периода было лишено синхронной бинокулярной стимуляции (из-за сильного косоглазия или потому, что ему поочередно закрывали на целый день то один глаз, то другой), таких нейронов почти не оказывается. Очевидно, входные связи от обоих глаз сохраняются у бинокулярных нейронов только в том случае, если стимуляция обоих глаз происходит синхронно. Если же синхронности нет, то аксоны, несущие информацию от одного глаза, будут конкурировать с аксонами, передающими сигнал тому же нейро- ну, но от другого глаза;
в результате у каждого нейрона в конце концов останутся входы только от одного глаза и возможность стереоскопического зрения будет утрачена.
19.8.12. Роль правила возбуждения в организации нервных связей с учетом индивидуального опыта [73] Развитие бинокулярного зрения иллюстрирует общий организационный принцип: в результате синхронного возбуждения устанавливаются конвергентные связи. Это принцип, следующий из правила возбуждения, помогает объяснить, каким образом в мозгу появляются нейроны, специфически реагирующие на определенные сложные комбинации ощущений, вызываемые объектами окружающего нас мира. Например, в мозгу приматов есть нейроны, которые, видимо, специфически возбуждаются при виде определенного лица. Иными словами, становится понятным, как мозг может в результате индивидуального опыта настраиваться таким образом, что его структура и функция отражают реально существующую взаимосвязь между отдельными феноменами внешнего мира. В этом смысле правило, по которому образуются и уничтожаются синапсы в ранний период жизни, представляет собой основу раннего обучения и памяти.
В этой главе уже высказывалось предположение, что в основе памяти лежит модуляция синаптической передачи в результате стойких химических изменений, происходящих в синапсах при связывании нейромедиаторов с рецепторами определенного типа. Имеет ли этот механизм какое-то отношение к описанным выше изменениям в системе синаптических связей в период развития? Видимо, по крайней мере в некоторых случаях химические и структурные изменения в синапсах тесно связаны между собой. Например, когда у аплизии вызывают долговременное привыкание или сенситизацию (разд. 19.5.3), повторяя определенные стимулы в течение нескольких дней, к химическим изменениям в синапсах добавляются еще изменения в размерах пресинаптических структур. Интересно также отметить, что у лягушек колонки глазодоминантности изменяются при введении агонистов или антагонистов NMDA-рецепторов, которые, как полагают, участвуют и в формировании следов памяти в гиппокампе (разд. 19.5.6).
Обо всем остальном, кроме приведенных выше данных, можно только строить гипотезы;
память и механизмы образования и уничтожения синапсов еще во многом непонятны. Очевидно, однако, что эти проблемы относятся к ключевым вопросам биологии нервных клеток, и разрешение их, вероятно, позволит нам расширить и объединить наши представления о работе мозга на различных уровнях.
Заключение Синапсы впервые образуются уже на ранних этапах развития, но первоначальная схема соединений подвергается длительной перестройке путем уничтожения старых синапсов и создания новых. При образовании синапса между мотонейроном и мышечным волокном происходят изменения в обеих клетках, а в разделяющей их базальной мембране накапливаются специфические вещества. Специализированная базальная мембрана нервно-мышечного соединения сохраняется после разрушения как двигательного аксона, так и мышечной клетки и регулирует восстановление компонентов синапса как в мышечном волокне, так и в окончании аксона при регенерации того и другого.
У млекопитающего при рождении на каждой мышечной клетке, как правило, имеется несколько синапсов, из которых все, крове одного, впоследствии уничтожаются в результате конкуренции. Активация мышечного волокна в области одного синоптического соединения способствует уничтожению других синапсов, находящихся поблизости, но в данный момент неактивных. Когда пре- и постсинаптическая активность совпадает во времени, происходит укрепление синапса. Это так называемое правило возбуждения, молекулярный механизм которого не ясен, позволяет, по видимому, объяснить процессы образования и уничтожения синапсов во многих частях развивающейся нервной системы. В частности, это правило помогает понять, как происходит настройка системы синоптических связей в мозгу в соответствии с индивидуальным опытом животного.
Литература Общая The Brain, Sci. Am., 241(3), 1979.
Cooke I., Lopkin M., eds. Cellular Neurophysiology: A Source Book. New York: Holt, Rinehart and Winston, 1972.
Hille B. Ionic Channels of Excitable Membranes. Sunderland, MA: Sinauer, 1984.
Kandel E. R., Schwartz J. H. Principles of Neural Science, 2nd ed. New York: Elsevier, 1985.
Ktffler S. W., Nicholls J. G., Martin A. R. From Neuron to Brain, 2nd ed. Sunderland, MA: Sinauer, 1984.
Molecular Neurobiology. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 48, 1983.
Patterson P. H., Purves D. Readings in Developmental Neurobiology. Cold Spring Harbor, NY: Cold pring Harbor Laboratory, 1982.
Purves J., Lchtman J. M. Principles of Neural Development. Sunderland, MA: Sinauer, 1985.
Rаmоn у Cajal S. Histologie du Systeme Neryeux de 1'Homme et des Vertebres. Paris: Maloine, 1909-1911. (Reprinted, Madrid: Consejo Superior de Investigationes Cientificas, Institutо Ramon у Cajal, 1972.) Цитированная 1. Bullock Т.Н., Orkand R., Grinnel A. Introduction to Nervous Systems, pp. 6 and 393-496. San Francisco: Freeman, 1977.
Nauta W. J. H., Feirtag M. Fundamental Neuroanatomy. New York: Freeman / Scientific American Library, 1986.
2. Ramon у Cajal S. Recollections of My Life (E. H. Craigie, trans.). In: Memoirs of the American Philosophical Society. Vol. 8. Philadelphia, 1937. Reprinted, New York: Carland, 1988.
Stevens C.F. The neuron. Sci. Am., 241(3), 48-59, 1979.
3. Hodgkin A. L., The Conduction of the Nervous Impulse. Liverpool, U. K.: Liverpool University Press, 1964.
4. Katz B. Nerve, Muscle and Synapse. New York: McGraw-Hill, 1966.
5. Bunge M. B. The axonal cytoskeleton: its role in generating and maintaining cell form. Trends Neurosci., 9, 477-482, 1986.
Grafstein В., Forman D. S. Intracellular transport in neurons. Physiol. Rev., 60, 1167-1283, 1980.
Peters A., Palay S.L., Webster H., de F. The Fine Structure of the Nervous System. Philadelphia: Saunders, 1976.
Schwartz J.H. The transport of substances in nerve cells. Sci. Am., 242(4), 152-171, 1980.
6. Jones E.G. Pathways to progress-the rise of modern neuroanatomical techniques. Trends Neurosci., 9, 502-505, 1986.
LaVail J. H., LaVail M. M. Retrograde axonal transport in the central nervous system. Science, 176, 1416-1417, 1972.
Schnapp B. J., Vale R, D., Sheetz M. P., Reese T. S. Single microtubules from squid axoplasm support bidirectional movement of organelles. Cell, 40, 455-462, 1985.
Vale R. D. Intracellular transport using microtubule-based motors. Annu. Rev. Cell Biol., 3, 347-378, 1987.
7. Goldstein G.W., Betz A.L. The blood-brain barrier. Sci. Am., 255(3), 74-83, 1986.
KufflerS.W., Nicholls J.G., Martin A. R. From Neuron to Brain, 2nd ed., pp. 323-375. Sunderland, MA: Sinauer, 1984.
Perry V. H., Gordon S. Macrophages and microglia in the nervous system. Trends Neurosci., 11, 273-277, 1988.
8. Hille B. Ionic Channels of Excitable Membranes, pp. 21-75. Sunderland, MA: Sinauer, 1984.
Kandel E. R., Schwartz J. H. Principles of Neural Science, 2nd ed., pp. 49 - 86. New York: Elsevier, 1985.
Kuffler S.W., Nicholls J.G., Martin A. R. From Neuron to Brain, 2nd ed, pp. 97-206. Sunderland, MA: Sinauer, 1984.
9. Hodgkin A. L., Rushton W. A. H. The electrical constants of a crustacean nerve fibre. Proc. R. Soc. Lond. (Biol.)., 133, 444-479, 1946.
Roberts A., Bush В. М. H., eds. Neurones Without Impulses. Cambridge, U.K.: Cambridge University Press, 1981.
10. Baker P.P., Hodgkin A. L., Shaw T. The effects of changes in internal ionic concentrations on the electrical properties of perfused giant axons.
J. Physiol., 164, 355-374, 1962.
Chiu S. Y., Ritchie J. M., Rogart R. В., Stagg D. A quantitative desciption of membrane currents in rabbit myelinated nerve. J. Physiol., 292, 166, 1979.
Hodgkin A. L. Chance and design in electrophysiology: an informal account of certain experiments on nerve carried out between 1934 and 1952.
Hodgkin A. L., Huxley A. F. Currents carried by sodium and potassium ions through the membrane of the giant axon of Loligo. J. Physiol., 116, 449-472, 1952.
Hodgkin A.L., Huxley A. P., Katz B. Measurement of currnet-voltage relations in the membrane of the giant axon of Loligo. J. Physiol., 116, 424 448, 1952.
Hodgkin A.L., Katz B. The cfflect of sodium ions on the electrical activity of the giant axon of the squid. J. Physiol., 108, 37-77, 1949.
11. Hodgkin A. L., Huxley A. F. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve. J.
Physiol., 117, 500 544, 1952.
12. Bray G.M., Rasminsky M., Aquayo A.J. Interactions between axons and their sheath cells. Annu, Rev. Neurosci., 4, 127-162, 1981.
French-Constant C., Raff M. C. The oligodendrocyte-type 2 astrocyte cell lineage is specialized for myelination. Nature, 323, 335-338, 1986, Morell P., Norton W.T. Myelin. Sci. Am., 242(5), 88-118, 1980.
13. Brown D.A. Synaptic mechanisms. Trends Neuroci., 9, 468-470, 1986.
Katz B. Nerve, Muscle and Synapse, pp. 97-158. New York: McGraw-Hill, 1966.
Kuffler S. W., Nicholls J. G., Martin A. R. From Neuron to Brain, 2nd ed., pp. 207-320. Sunderland, MA: Sinauer, 1984.
14. Dale H. H., Feldberg W., Vogt M. Release of acetylcholine at voluntary motor nerve endings. J. Physiol., 86, 353-380, 1936.
Fatt P., Katz B. An analysis of the end-plate potential recorded with an intracellular electrode. J. Physiol., 115, 320-370, 1951.
Feldberg W. The early history of synaptic and neuromuscular transmission by acetylcholine: reminiscences of an eyewitness. In The Pursuit of Nature (A. L. Hodgkin, et al.), pp- 65-83. Cambridge, U.K.: Cambridge University Press, 1977.
15. Hill B. Ionic Channels of Excitable Membranes, pp. 76-98. Sunderland, MA: Sinauer, 1984.
Katz В., Miledi R. The timing of calcium action during neuromuscular transmission. J. Physiol., 189, 535-544, 1967.
Llinas R. Calcium in synaptic transmission. Sci. Am., 247(4), 56-65, 1982.
Miller R.J. Calcium signalling in neurons. Trends Neurosci., 11, 415-419, 1988.
16. Couteaux R., Pecot-Dechavassine M. Vesicules synaptiques et poches au niveau des zones actives de la jonction neuromusculaire. Comptes Rendus Acad. Sci. (Paris) D, 271, 2346-2349, 1970.
Heuser J. E., et al. Synaptic vesicle exocytosis captured by quick freezing and correlated with quantal transmitter release. J. Cell Biol. 81:275-300, 1979.
Hauser J. E., Reese T. S. Structural changes after transmitter release. Trends Neurosci., 11, 458-464, 1988.
17. Del Castillo J., Katz B. Quantal components of the endplate potential. J. Physiol, 124, 560 573, 1954.
Fatt P., Katz B. Spontaneous subthreshold activity at motor nerve endings. J. Physiol., 117, 109-128, 1952.
18. Hille B. Ionic Channels of Excitable Membranes, pp. 117-147. Sunderland, MA: Sinauer, 1984.
19. Lester H. A. The response to acetylcholine. Sci. Am., 236(2), 106-118, 1977.
Sakmann В., Bormann J., Hamill O. P. Ion transport by single receptor channels. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 48, 247-257, 1983.
20. Massoulie J.. Bon S. The molecular forms of cholinesterase and acetylcholinesterase in vertebrates. Annu. Rev. Neurosci., 5, 57-106, 1982.
Taylor P., Schumacher M., MacPhee-Quigley K., Friedmann T, Taylor S. The struc- ture of acetylcholinesterase: relationship to its function and cellular disposition. Trends Neurosci., 10, 93-95, 1987.
21. Barnard E. A., Darlison M.G., Seeburg P. Molecular biology of the GABA-A receptor: the receptor/channel superfamily. Trends Neurosci., 10, 502-509, 1987.
Grenningloh G., et al. The strychnine-binding subunit of the glycine receptor shows homology with nicotinic acetylcholine receptors. Nature, 328, 215-220, 1987.
Hille B. Ionic Channels of Excitable Membranes, pp. 371-383. Sunderland, MA: Sinauer, 1984. (Evolution of channels.) 22. Gottlieb D.I. GABAergic neurons. Sci. Am., 285(2), 38-45, 1988.
Mayer M. L., Westbrook G. L. The physiology of excitatory amino acids in the vertebrate central nervous system. Prog. Neurobiol., 28, 197-276, 1987.
Sneddon P., Westfall D. P. Pharmacological evidence that adenosine triphosphate and noradrenaline are cotransmitters in the quinea pig vas deferens. J. Physiol., 347, 561-580, 1984.
23. Snyder S.H. Drug and neurotransmitter receptors in the brain. Science, 224, 22-31, 1984.
Nathanson N. M. Molecular properties of the muscarinic acetylcholine receptor. Annu. Rev. Neurosci., 10, 195-236, 1987.
24. Bormann J. Electrophysiology of GABA-A and GABA-B receptor subtypes. Trend Neurosci., 11, 112-116, 1988.
Snyder S.H. Drug and the Brain. New York: W. H. Freeman/Scientific American Books, 1987.
Tollman J. F., Gallager D. W. The GABAergic system: a locus of benzodiazepine action. Annu. Rev. Neurosci., 8, 21-44, 1985.
25. Kuffler S. W., Nicholls J. G., Martin А. Я From Neuron to Brain, 2nd ed., pp. 407-430. Sunderland, MA: Sinauer, 1984.
26. Barren J. N. Motoneuron dendrites: role in synaptic integration. Fed. Proc., 34, 1398-1407, 1975.
27. Coombs J. S., Curtis D. R., Eccles J. C. The generation of impulses in motoneurones. J. Physiol., 139, 232-249, 1957.
Fuortes M. G. F., Frank K., Becker M. C. Steps in the production of motoneuron spikes. J. Gen. Physiol., 40, 735-752, 1957.
28. Connor J. A., Stevens C. F. Prediction of repetitive firing behaviour from voltage clamp data on an isolated neurone soma. J. Physiol., 213, 31 53, 1971.
Hille B. Ionic Channels of Excitable Membranes, pp. 99-116. Sunderland, MA: Sinauer, 1984.
Rogawski M. A. The A-current: how ubiquitous a feature of excitable cells is it? Trends Neurosci., 8, 214-219, 1985.
29. Meech R. W. Calcium-dependent potassium activation in nervous tissues. Annu. Rev. Biophys. Bioeng., 7, 1-18, 1978.
Tsien R. W., Lipscombe D., Madison D. V., Bley K.R., Fox A. P. Multiple types of neuronal calcium channels and their selective modulation.
Trends Neurosci., 11, 431-438, 1988..
30. Bullock T. H., Horridge G. A. Structure and Function in the Nervous System of Invertebrates, pp. 38-124. San Franciso: Freeman, 1965.
Llinas R., Sugimori M. Electrophysiological properties of in vitro Purkinje cell dendrites in mammalian cerebellar slices. J. Physiol., 305, 197-213, 1980.
Shepherd G.M. Microcircuits in the nervous system. Sci. Am., 238(2), 92-103, 1978.
31. Breitwieser G. E., Szabo G. Uncoupling of cardiac muscarinic and betaadrenergic receptors from ion channels by a guanine nucleotide analogue. Nature, 317, 538-540, 1985.
Levitan I. B. Modulation of ion channels in neurons and other cells. Annu. Rev. Neurosci., 11, 119-136, 1988.
Nairn A. C., Hemmings H. C., Greengard P. Protein kinases in the brain. Annu. Rev. Biochem., 54, 931 -976, 1985.
Pfaffinger P. J., Martin J. M., Hunter D. D., Nathanson N. M., Hille B. GTP-binding proteins couple cardiac muscarinic receptors to а К channel.
Nature, 317, 536-538, 1985.
32. Iversen L.L. The chemistry of the brain. Sci. Am., 241(3), 118-129, 1979.
Snyder S.H. Drugs and the Erain. New York: W. H. Freeman/Scientific American Library, 1988.
33. Bloom F.E., Neuropeptides. Sci. Am., 245(4), 148-168, 1981.
Hokfelt Т., Johanson O., Goldstein M. Chemical anatomy of the brain. Science, 225, 1326-1334, 1984.
Jan V. N., Bowers C. W., Branton D., Evans L., L. Y. Peptides in neuronal function: studies using frog autonomic ganglia. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 48, 363-374, 1983.
Scheller R. H., Axel R. How genes control an innate behavior. Sci. Am., 250(3), 44- 52, 1984. (Neuropeptides in Aplysia).
34. Parley J., Alkon D. Cellular mechanisms of learning, memory, and information storage. Annu. Rev. Psychol., 36, 419 494, 1985.
Kandel E.R. Small systems of neurons. Sci. Am., 241(3), 60-70, 1979.
Morris R. G. M., Kandel E. R., Squire L. R., eds. Learing and Memory. Trends Neurosci., 11, 125-181, 1988.
35. Greenberg S. M., Castellucci V. F., Bayley H., Schwartz J. H. A molecular mechanism for long-term sensitization in Aplysia. Nature, 329, 62 65, 1987.
Montarolo P. G., el al. A critical period for macromolecular synthesis in long-term heterosynaptic facilitation in Aplysia. Science, 234, 1249-1254, 1986.
Schwartz J. H., Greenberg S. M. Molecular mechanisms for memory: second-messenger induced modifications of protein kinases in nerve cells.
Annu. Rev. Neurosci., 10, 459-476, 1987.
Siegelbaum S. A., Camardo J. S., Kandel E. R. Serotonin and cyclie AMP close single K+ channels in Aplysia sensory neurons. Nature, 299, 413 417, 1982.
36. Dudai Y. Neurogenetic dissection of learning and short-term memory in Drosophila. Annu. Rev. Neurosci., 11, 537-563, 1988.
Kandel E. R., et al.>
Quant. Biol., 48, 821-830, 1983.
37. Biss T. V. P., Lomo T. Long-lasting potentiation of synaptic transmission in the dentate area of the anaesthetized rabbit following stimulation of the perforant path. J. Physiol., 232, 331 356, 1973.
Collingridge G. L., Bliss T.V.P. NMDA receptors their role in long-term potentiation. Trends Neurosci., 10, 288-293, Cotman C. W., Monaghan D. Т., Ganong A.H. Excitatory amino acid neurotransmission: NMDA receptors and Hebb-type synaptic plasticity.
Annu. Rev. Neurosci, 11, 61-80, 1988.
Lisman J.E., Goldring M.A. Feasibility of long-term storage of graded information by the Ca2+ /calmodulin-dependent protein kinase molecules of the postsynaptic density. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 85, 5320-5324, 1988.
Mishkin M., Appenzeller T. The anatomy of memory. Sci. Am., 256(6), 80-89, 1987.
Morris R. G., Anderson E., Lynch G., Baudry M. Selective impairment of learning and blockade of long-term potentiation by an N-methyl-D aspartate receptor antagonist, AP5. Nature, 319, 774-776, 1986.
38. Barlow H. В., Mollon J. D., eds. The Senses. Cambridge, U. K.: Cambridge University Press, 1982.
Schmidt R. F., ed. Fundamentals of Sensory Physiology. New York: Springer, 1978.
Shepherd G. Neurobiology, 2nd ed., pp. 205-353. New York: Oxford University Press, 1988.
39. Katz B. Depolarization of sensory terminals and the initiation of impulses in the muscle spindle. J. Physiol., 111, 261-282, 1950.
40. Hudspeth A. J. The cellular basis of hearing: the biophysics of hair cells. Science, 230, 745-752, 1985.
Roberts W. M., Howard J., Hudspeth A. J. Hair cells: transduction, tuning, and transmission in the inner ear. Annu. Rev. Cell Biol., 4, 63-92, 1988.
Von Bekesy G. The ear. Sci. Am., 197(2), 66Ч78, 1957.
41. Corey D.P., Hudspeth A.J. Compliance of the hair bundle associated with medianoelectrical transduction channels in the bullfrog's saccular hair cell. Neuron, 1, 189-199, 1988.
Pickles J. О. Recent advances in cochlear physiology. Prog. Neurobiol., 24, 1 -42, 1985.
42. Barlow H.В., Mollon J.D., eds. The Senses, pp. 102-164. Cambridge, U.K.: Cambridge University Press, 1982.
43. Baylor D.A., Lamb Т.D., Yau K. W. Responses of retinal rods to single photons. J. Physiol., 288, 613-634, 1979.
Schnapf J.L., Baylor D. A. How photoreceptor cells respond to light. Sci. Am, 256(4), 40-47, 1987.
44. Stryer L. The molecules of visual excitation. Sci. Am., 257(1), 32-40, 1987.
45. Fesenko E. E., Kolesnikov S.S., Lyubarsky A. L. Induction by cyclic GMP of cationic conductance in plasma membrane of retinal rod outer segment. Nature, 313, 310-313, 1985.
Stryer L. The cyclic GMP cascade of vision. Annu. Rev. Neurosci., 9, 87-119, 1986.
46. Koch K. W., Stryer L. Highly cooperative feedback control of retinal rod guanylate cyclase by calcium ions. Nature, 334, 64-66, 1988.
Matthews H. R., Murphy R.L.W., FainG.L., Lamb Т.D. Photoreceptor hight adaptation is mediated by cytoplasmic calcium concentration. Nature, 334, 67-69, 1988.
Nakatani K., Yau K. W. Calcium and light adaptation in retinal rods and cones, Nature, 334, 67-71, 1988.
47. Hubel D.H. Eye, Brain, and Vision. New York: W. H. Freeman / Scientific American Library, 1988.
Kuffler S. W., Nicholls J. G., Martin A. R. From Neuron to Brain, 2nd ed., pp. 19-96. Sunderland, MA: Sinauer, 1984.
Masland R. H. The functional architecture of the retina. Sci. Am., 255(6), 102-111, 1986.
48. Cowan W.M. The development of the brain. Sci. Am., 241(3), 106-117, 1979.
Hopkins W. G., Brown M. C. Development of Nerve Cells and their Connections. Cambridge, U.K.: Cambridge University Press, 1984.
Parnavelas J. G., Stern C. D., Stirling R. V., eds. The Making of the Nervous System. Oxford, U.K.: Oxford University Press, 1988.
Purves D., Lichtman J. W. Principles of Neural Development. Sunderland, MA: Sinauer, 1985.
49. Alvarez-Buylla A., Nottebohm F. Migration of young neurons in aduit avian brain. Nature, 335, 353-354, 1988.
Le Douarin N. M., Smith J. Development of the peripheral nervous system from the neural crest. Annu. Rev. Cell Biol., 4, 375-404, 1988.
Stent G. S., Weisblat D. A. Cell lineage in the development of invertebrate nervous system. Annu. Rev. Neurosci., 8, 45-70, 1985.
Williams R. W., Herrup K. The control of neuron number. Annu. Rev. Neurosci., 11, 423-453, 1988.
50. Hollyday M., Hamburger V. An autoradiographic study of the formation of the lateral motor column in the chick embryo. Brain Res., 132, 197 208, 1977.
Rakic P., Mode of cell migration to the superficial layers of the fetal monkey neocortex. J. Сотр. Neurol., 145, 61-84, 1972.
51. Caviness V.S. Neocortical histogenesis in normal and reeler mice: a developmental study based on [3H] thymidine autoradiography. Dev. Brain Res., 4, 293-302, 1982.
McConnell S. K. Development and decision-making in the mammalian cerebral cortex. Brain Res. Rev., 13, 1-23, 1988.
Rakic P. Specification of cerebral cortical areas. Science, 241, 170-176, 1988.
52. Bray D., Hollenbeck P. J. Growth cone motility and guidance. Annu. Rev. Cell Biol., 4, 43-61, 1988. Harrison R.G. The outgrowth of the nerve fiber as a mode of protoplasmic movement. J. Exp. Zool., 9, 787-846, 1910.
Yamada K. M., Spooner B. S., Wessells N. K. Ultrastructure and function of growth cones and axons of cultured nerve cells. J. Cell Biol., 49, 614 635, 1971.
53. Bamburg J. B. The axonal cytoskeleton: stationary or moving matrix? Thrends Neurosci., 11, 248-249, 1988.
Bamburg J. R., Bray D., Chapman K. Assembly of microtubules at the tip of growing axons. Nature, 321, 788-790, 1986.
Bray D. Surface movements during the growth of single explanted neurons. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 65: 905-910, 1970.
Letourneau P. C., Ressler A. N. Inhibition of neurite initiation and growth by taxol. J. Cell Biol., 98, 1355-1362, 1984.
54. Davies A. M. Molecular and cellular aspects of patterning sensory neurone connections in the vertebrate nervous system. Development, 101, 185-208, 1987.
Kater S. В., Mattson M. P., Cohan C., Connor J. Calcium regulation of the neuronal growth cone. Trends Neurosci., 11, 315-321, 1988.
Letourneau P. C. Cell-to-substratum adhesion and guidance of axonal elongation. Dev. Biol., 44, 92-101, 1975.
Lumsden A. G.S., Davies A. M. Earliest sensory nerve fibres are guided to peripheral targets by attractants other than Nerve Growth Factor. Nature, 306, 786-788, 1983.
Patel N., Poo M. M. Orientation of neurite growth by extracellular electric fields. J. Neurosci., 2, 483-496, 1984.
55. Bentley D., Caudy M. Navigational substrates for peripheral pioneer growth cones: limb-axis polarity cues, limb-segment boundaries, and guidepost neurons. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 48, 573-585, 1983.
Berlot J., Goodman C. S. Guidance of peripheral pioneer neurons in the grasshopper: adhesive hierarchy of epithelial and neuronal surfaces.
Science, 223, 493-496, 1984.
Goodman C. S., Bastiani M. J. How embryonic nerve cells recognize one another. Sci. Am., 251(6), 58-66, 1984.
56. Bixby J. L., Pratt R. S., Lilien J., Reichardt L. F. Neurite outgrowth on muscle cell surfaces involves extracellular matrix receptors as well as Ca2+-dependent and independent cell adhesion molecules. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 84, 2555-2559, 1987.
Chang S., Rathjen F. G., Raper J. A. Extension of neurites on axons is impaired by antibodies against specific neural cell adhesion molecules. J.
Cell Biol., 104, 355-362, 1987.
Jessell T. M. Adhesion molecules and the hierarchy of neural development. Neuron, 1, 3 13, 1988.
Sanes J. R., Schaehner M., Covault J. Expression of several adhesive macromolecules (N-CAM, L1, Jl, NILE, uvomorulin, laminin, fibronectin, and a heparan sulfate protcoglycan) in embryonic, adult, and denervated adult skeletal muscle. J. Cell Biol., 102, 420 431, 1986.
Tomaselli K.J., el al. N-cadherin and integrins: two receptor systems that mediate neuronal process outgrowth on astrocyte surfaces. Neuron, 1;
33 43, 1988.
57. Lance-Jones C., Landmesser L. Motoneurone projection patterns in the chick hindlimb following early partial reversals of the spinal cord. J.
Physiol., 302, 581-602, 1980. Landmesser L. The development of specific motor pathways in the chick embryo. Trends Neurosci., 7, 336-339, 1984.
Sperrv R. W. Chemoaffinity in the orderly growth of nerve fiber patterns and connections. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 50, 703-710, 1963.
Udin S. В., Fawcett J. W. Formation of topographic maps. Annu. Rev. Neurosci., 11, 289-327, 1988.
58. Campenot R. B. Local control of neurite development by nerve growth factor. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 74, 4516-4519, 1977.
Davies A., Lumsden A. Relation of target encounter and neuronal death to nerve growth factor responsiveness in the developing mouse trigeminal ganglion. J. Сотр. Neurol., 223, 124-137, 1984.
Greene L. A. The importance of both early and delayed responses in the biologien actions of nerve growth factor. Trends Neurosci., 7, 91 94, 1984.
Levi-Montalcini R., Calissano P. The nerve growth factor. Sci. Am., 240(6), 68-77, 1979.
59. Cowan W.M., Fawcett J. W., O'Leary D.D.M., Stanfield В. В. Regressive events in neurogenesis. Science, 225, 1258 1265, 1984.
Davies A.M. Role of neurotrophic factors in development. Trends Genet., 4, 139-144, 1988.
Hamburger V., Levi-Montalcini R. Proliferation, differentiation and degeneration in the spinal ganglia of the chick embryo under normal and experimental conditons. J. Exp. Zool., 162, 133-160, 1949.
Hamburger V., Vip J. W. Reduction of experimentally induced neuronal death in spinal ganglia of the chick embryo by nerve growth factor. J.
Neurosci., 4, 767-774, 1984.
Williams R. W., Herrup K. The control of neuron number. Annu. Rev. Neurosci., 11, 423-453, 1988.
60. Brown M. C., Holland R. L., Hopkins W. G. Motor nerve sprouting. Annu. Rev. Neurosci., 4, 17-42, 1981.
Davies A.M. The survival and growth of embryonic proprioceptive neurons is promoted by a factor present in skeletal muscle. Dev. Biol., 115, 56 67, 1986.
Ebendal Т.. Olson L., Seiger A., Hedlund К. О. Nerve growth factors in the rat iris. Nature, 286, 25-28, 1980.
Purves D., Voyvodic J. T. Imaging mammalian nerve cells and their connections over time in living animals. Trends Neurosci., 10, 398 404, 1987.
61. Purves D., Lichtman J.W. Principles of Neural Development. Sunderland, MA: Sinaucr, 1985.
62. Hume R. I., Role L. W., Fischbach G. D. Acetylcholine release from growth cones detected with patches of acetylcholine receptor-rich membranes. Nature, 305, 632-634, 1983.
Jarmillo F., Vtcini S.. Schuetze S. M. Embryonic acetylcholine receptors guarantee spontaneous contractions in rat developing muscle. Nature, 335, 66 68, 1988.
Spitzer N. C. Ion channels in development. Annu. Rev. Neurosci., 2, 363-397, 1979.
Young S. H., Poo M. M. Spontaneous release of transmitter from growth cones of embryonic neurones. Nature, 305, 634-637, 1983.
63. Poo M.M. Mobility and localization of proteins in excitable membranes. Annu. Rev. Neurosci., 8, 369-406, 1985.
Schuetze S. M., Role L. M. Development regulation of nicotinic acetylcholine receptors. Annu. Rev. Neurosci., 10, 403-457, 1987.
64. Burden S. J., Sargent P. В., McMagan U.J. Acetylcholine receptors in regenerating muscle accumulate at original synaptic sites in the absence of the nerve. J. Cell Biol., 82, 412-425, 1979.
Nitkin R. M., el al. Identification of agrin, a synaptic organizing protein from Torpedo electric organ. J. Cell Biol., 105, 2471-2478, 1987.
Sanes J. R., Hall Z. W. Antibodies that bind specifically to synaptic sites on muscle fiber basal lamina. J. Cell Biol., 83, 357 370, 1979.
65. Frank E., Jansen J. K. S., Lomo Т., Westgaard R. H. The interaction between foreign and original motor nerves innervating the soleus muscle of rats. J. Physiol., 247, 725-742, 1975.
Jones R., Vrbova G. Two factors responsible for denervation hypersensitivity. J. Physiol., 236, 517-538, 1974.
Lomo Т., Jansen J. K. S. Requirement for the formation and maintenance of neuromuscular connections. Curr. Top. Dev. Biol., 16, 253-281, 1980.
Lomo Т., Rosenthal J. Control of ACh sensitivity by muscle activity in the rat. J. Physiol., 221, 493-513, 1972.
66. Oppenheim R. W. Cell death during neural development. In: Handbook of Physiology, Vol. 1: Neuronal Development, (W. M. Cowan, ed.).
Washington, DC: American Physiological Society, 1988.
Pittman R., Oppenheim R. W. Cell death of motoneurons in the chick embryo spinal cord. IV. Evidence that a functional neuromuscular interaction is involved in the regulation of naturally occurring cell death and the stabilization of synapses. J. Сотр. Neurol, 187, 425-446, 1979.
67. Brown M. C., Jansen J. K. S. Van Essen D. Polyneuronal innervation of skeletal muscle in new-born rats and its elimination during maturation.
J. Physiol., 261, 387-422, 1976.
Callaway E. M., Soha J. M., Van Essen D. Competition favouring inactive over active motor neurons during synapse elimination. Nature, 328, 422Ч426, 1987.
O'Brien R.A.D., Ostberg A.J.C., Vrbova G. Protease inhibitors reduce the lose of nerve terminals induced by activity and calcium in developing rat soleus muscles in vitro. Neurosci., 12, 637-646, 1984.
Ribshester R. R., Taxt T. Motor unit size and synaptic competiton in ral lumbrical muscles reinnervated by active and inactive motor axons. J.
Physiol., 344, 89 111, 1983.
68. Lichtman J. W. The reorganization of synaptic connexions in the rat submandibular ganglion during post-natal development. J. Physiol., 273, 155-177, 1977.
Purves D., Lichtman J.W. Principles of Neural Development, pp. 271-328. Sunderland, MA: Sinauer, 1985.
69. Purves D. Modulation of neuronal competiton by postsynaptic geometry in autonomic ganglia. Trends Neurosci., 6, 10-16, 1983.
70. Barlow H. Visual experience and cortical development. Nature, 258, 199-204, 1975. Wiesel T.N. Postnatal development of the visual cortex and the influence of environment. Nature, 299, 583-591, 1982.
71. Fawcett J. W. Retinotopic maps, cell death, and electrical activity in the retinotectal and retinocollicular projections. In: The Making of the Nervous System (J.G. Parnavelas;
C.D. Stern;
R.V. Stirling, eds.), pp. 395-416. Oxford, U.K.: Oxford University Press, 1988.
Hubel D. H., Wiesel T.N. Ferrier lecture: functional architecture of macaque monkey visual cortex. Proc. R. Soc. Lond. Biol., 198, 1 59, 1977.
Hubel D. H., Wiesel T.N., Le Vay S. Plasticity of ocular dominance columns in monkey striate cortex. Philos. Trans. R. Soc. Lond. Biol., 278, 377 409, 1977.
Rakic P. Prenatal genesis of connections subserving ocular dominance in the rhesus monkey. Nature, 261, 467-471, 1976.
Stryker M.P., Harris W.A. Binocular impulse blockade prevents the formation of ocular dominance columns in cat visual cortex. J. Neurosci., 6, 2117-2133, 1986.
72. Hubel D. H., Wiesel T.N. Binocular interaction in striate cortex of kittens reared with artificial squint. J. Neurophysiol., 28, 1041-1059, 1965.
Le Vay S.. Wiesel T. N., Hubel D. H. The development of ocular dominance columns in normal and visually deprived monkeys. J. Сотр. Neurol, 191, 1 51, 1980.
73. Baylis G. C., Rolls E. Т., Leonard С. М. Selectivity between faces in the responses of a population of neurons in the cortex in the superior temporal sulcus of the monkey. Brain Res., 342, 91-102, 1985.
Cline H. Т., Debski E.A., Constantine-Paton M. N-methyl-D-aspartate receptor antagonist desegregates eye-specific stripes. Proc. Natl. Acad. Sci.
USA, 84, 4342-4345, 1987, Greenough W. Т.. Bailey С. Н. The anatomy of a memory: convergence of results across a diversity of tests. Trends Neurosci., 11, 142-147, 1988.
Perrett D.I., Mistlin A.J., Chitty A.J. Visual neurones responsive to faces. Trends Neurosci., 10, 358-364, 1987.
20. Особенности растительных клеток Каждый из нас легко отличит растение от зверя или птицы. Более того, обычно нетрудно определить, какому организму - растительному или животному - принадлежит отдельная клетка, хотя иногда эта задача ставит в тупик. При внимательном исследовании клетки - ее цитоплазмы, органелл и, наконец, отдельных химических компонентов на первый план начинают выступать уже не различия, а черты сходства между двумя царствами живой природы. Лишь с помощью весьма тонких методов можно отличить митохондрии, ядра, рибосомы или составные части цитоскелета растительных клеток от соответствующих органелл клеток животных. Специфика растительной и животной жизни проявляется не в таких фундаментальных особенностях молекулярной организации живого, как репликация ДНК, биосинтез белков, окислительное фосфорилирование в митохондриях или конструкция клеточных мембран, а в более специализированных функциях клеток и тканей.
Исходя из сравнения последовательностей нулеотидов рибосомной РНК можно предположить, что в ходе эволюции эукариот дивергенция растений, дрожжей, беспозвоночных и позвоночных происходила относительно поздно (см. рис. 1-16). По-видимому, различия между растениями и животными накапливались примерно 600 млн. лет, и большая часть этих различий может быть сведена к двум важнейшим особенностям, приобретенным предками растений: способности связывать двуокись углерода в процессе фотосинтеза (см. гл. 7) и наличию жесткой клеточной стенки. Первое свойство дало растениям возможность самостоятельно создавать органические соединения, необходимые для их роста и метаболизма;
второе свойство наложило жесткие ограничения на все поведение растений. В данной главе будут рассмотрены те особенности растительных клеток, которые определяются этими двумя свойствами.
20.1. Центральная роль клеточной стенки Клеточная стенка в растительных тканях представляет собой сложный внеклеточный матрикс, окружающий каждую клетку. По сравнению с клетками животных, у большинства из которых на поверхности также имеется внеклеточный матрикс (см. разд. 14.2), стенка растительной клетки обычно гораздо толще, прочнее и, что самое главное, более жесткая. Большинство различий между растениями и животными в питании, переваривании, осморегуляции, росте, размножении, межклеточных связях, защитных механизмах, а также морфологии связаны со свойствами клеточной стенки. Например, приобретение стенкой растительной клетки такого свойства, как жесткость, обусловило потерю способности к передвижению. Неподвижный образ жизни сохранился у многоклеточных растений. Именно толстые клеточные стенки, хорошо различимые под микроскопом, позволили Роберту Гуку в 1663 г. впервые рассмотреть клетки и дать им то название, которым мы пользуемся до сих пор.
Рис. 20.1. Электронная микрофотография клеток кончика корня у камыша. Видна регулярная структура, обусловленная строгой последовательностью деления клеток с жесткими стенками. (С любезного разрешения В. Gunning.) Клеточная стенка растения прежде всего защищает животное содержимое его клетки. Каждая такая стенка служит связующим звеном между своей и соседними клетками, обеспечивая единство и целостность всего растительного организма (рис. 20-1). Хотя при этом каждая клетка растения заключена в свою собственную деревянную коробочку, возможность прямых контактов между клетками не утрачивается и они поддерживаются через плазмодесмы. Тысячи этих цитоплазматических канальцев, полость которых выстлана плазмалеммой, пронизывают клеточную стенку, соединяя соседние клетки и обеспечивая передвижение небольших молекул из клетки в клетку. Кроме того, вдоль клеточной стенки и сквозь нее циркулируют жидкости. Таким образом, у растений клеточная стенка осуществляет не только защитные и опорные, но и транспортные функции.
При специализации клетки растений образуют такие стенки, которые особенно хорошо приспособлены для выполнения конкретной функции. В данном разделе мы рассмотрим вопрос о том, какую роль в жизни растительной клетки играет окружающая ее клеточная стенка.
Начнем с описания строения стенки.
20.1.1. Клеточная стенка образована волокнами целлюлозы, погруженными в полисахаридно-белковый матрикс [1] Большинство вновь образуемых клеток в многоклеточном растении возникают в особых участках, которые называются меристемами (см.
разд. 20.5.1). Эти новые клетки обычно малы по сравнению с уже дифференцированными. Увеличение их размеров возможно потому, что стенки таких клеток (первичные клеточные стенки, рис. 20-2) весьма Рис. 20-2. Электронная микрофотография клетки из кончика молодого корешка лука. Видны основные органеллы и тонкая первичная клеточная стенка. (С любезного разрешения В. Wells.) тонки и представляют собой полужесткие структуры. После прекращения клеточного роста стенке не надо больше расширяться. У зрелых (нерастущих) клеток может сохраняться первичная клеточная стенка, но гораздо чаще клетка наращивает дополнительно вторичную клеточную стенку. Это происходит либо путем утолщения первичной стенки, либо за счет откладывания на внутренней стороне этой стенки новых прочных слоев разного состава (см. разд. 20.1.7).
Хотя первичные клеточные стенки высших растений сильно различаются по составу и в деталях своей организации, все они построены по единому принципу, общему для внеклеточных матриксов: длинные волокна, обусловливающие прочность при растяжении, удерживаются вместе сетью из белка и полисахаридов, придающей устойчивость к сжатию. Тот же инженерный принцип (прочные волокна, устойчивые к натяжению, окруженные аморфным матриксом, устойчивым к сжатию) используется в конструкции костей животных (см. разд. 17.8);
характерен он и для таких широко применяемых строительных материалов, как стеклопластики и железобетон. Фибриллы, входящие в состав Рис. 20-3. Схема возможного соединения двух главных компонентов первичной клеточной стенки-целлюлозных микрофибрилл и матрикса.
Молекулы гемицеллюлоз (например, ксилоглюканов) прикреплены к поверхности целлюлозных микрофибрилл водородными связями. Некоторые из этих молекул соединены поперечными сшивками, образованными короткими молекулами нейтральных пектинов (например, арабиногалактанов) и кислых пектинов (например, рамногалактуронанов). Гликопротеины плотно вплетены в ткань клеточной стенки.
Рис. 20-4. А. Электронная микрофотография первичной клеточной стенки у моркови (препарат получен методом замораживания-скалывания и глубокого травления, см. разд. 4.1.11). Целлюлозные микрофибриллы соединены друг с другом сложной сетью из молекул матрикса. Сравните эту фотографию со схемой, приведенной на рис. 20-3. Б. Тонкий срез типичной первичной клеточной стенки. (А-с любезного разрешения В. Wells и К.
Roberts;
Б с любезного разрешения J. Burgess.) клеточной стенки растений, обычно состоят из полисахарида целлюлозы - самого распространенного на Земле вида органических макромолекул.
Матрикс же состоит в основном из двух других типов полисахаридов Ч гемицеллюлоз и пектинов, а также структурных гликопротеинов (рис. 20 3). Молекулы фибрилл и поперечного матрикса сшиты друг с другом с помощью ковалентных связей и нековалентных взаимодействий;
при этом образуется необычно сложная структура, состав которой обычно специфичен для каждого из типов клеток (рис. 20-4). Известно строение основных молекул, образующих клеточные стенки у многих типов клеток, однако остается невыясненным, все ли эти виды молекул представлены в стенках клеток разных типов;
не установлен и способ соединения молекул в трехмерной структуре.
20.1.2. Микрофибриллы целлюлозы соединены поперечными сшивками с молекулами гемицеллюлозы, пектина и гликопротеина, в результате чего образуется сложная сеть [1,2] Молекула целлюлозы представляет собой неразветвленную цепь, содержащую не менее 500 остатков глюкозы, которые ковалентно соединены друг с другом 1 4-глюкозидными связями, в результате чего вся молекула приобретает лентовидную структуру, стабилизированную внутримолекулярными водородными связями. Межмолекулярные водородные связи, соединяя смежные молекулы целлюлозы, содействуют скреплению этих молекул в параллельно лежащие тяжи, которые перекрываются и образуют пучок из 60-70 цепей, обладающих одинаковой Рис. 20-5. Строение целлюлозы. А. Небольшой фрагмент двух молекул целлюлозы, каждая из которых состоит из длинной плоской цепи, составленной из остатков глюкозы, соединенных 1 4-связя-ми;
эти цепи достигают в длину многих микрометров. Внутримолекулярные водородные связи стабилизируют каждую цепь, межмолекулярные водородные связи прочно сшивают между собой соседние цепи. Не указанные на рисунке водородные связи соединяют каждую цепь с цепями, лежащими над и под ней. Б. Целлюлозные микрофибриллы, состоящие из множества параллельно расположенных молекул целлюлозы, соединенных водородными связями. У большинства высших растений диаметр микрофибрилл составляет примерно 3,5 нм, однако у некоторых водорослей он может быть в 10 раз больше. Каждая молекула целлюлозы полярна (у молекулы есть 1'- и 4'-концы), все молекулы в каждой микрофибрилле имеют одинаковую полярность.
полярностью. Такие кристаллические агрегаты с упорядоченной структурой и длиной во много микрометров, называются микрофибриллами целлюлозы (рис. 20-5).
Гемицеллюлозы - это гетерогенная группа разветвленных полисахаридов, которые прочно связываются с поверхностью каждой целлюлозной микрофибриллы и друг с другом, покрывая таким образом эти микрофибриллы и способствуя объединению их в сложную сеть посредством водородных связей (см. рис. 20-3). Существует много различных гемицеллюлоз, однако любая из них имеет в основе длинный линейный остов, состоящий из молекул одного и того же моносахарида, соединен- Рис. 20-6. Схема строения молекулы гемицеллюлозы из клеточной стенки типичного цветкового растения. Целлюлозоподобный остов молекулы состоит из остатков глюкозы и присоединен в клеточной стенке водородными связями к поверхности целлюлозной микрофибриллы. В данном случае изображен ксилоглюкан, в котором к глюкозным единицам осевой цепи присоединены остатки ксилозы;
компонентами боковых олигосахаридных цепей могут быть и другие сахара, например, галактоза и фукоза.
Рис. 20-7. Схема строения кислого пектина (рамногалактуронана) из клеточной стенки высшего растения. Показаны изломы линейной осевой цепи из отрицательно заряженных остатков галактуроновой кислоты. Эти изломы обусловлены присутствием остатков рамнозы, которые служат местами прикрепления нейтральных пектинов, связывающих кислые пектины с молекулами гемицеллюлозы (см. рис. 20-3).
ных связью 1 4;
от этого остова отходят короткие боковые цепи из остатков Сахаров другого типа (рис. 20-6). Моносахариды как оси, так и боковых цепей специфичны для вида растения и стадии его развития Еще один важный полисахаридный компонент клеточной стенки - это пектины. Пектины представляют собой гетерогенную группу разветвленных полимеров, содержащих много отрицательно заряженных остатков галактуроновой кислоты (рис. 20-7). Благодаря своему отрицательному заряду пектины сильно гидратированы и активно связывают катионы. При добавлении ионов Са2+ к раствору пектинов происходит сшивание последних с образованием полутвердого геля (поэтому-то пектин добавляют к фруктовым сокам, чтобы получить желе). Такое сшивание ионами Са2+, как полагают, играет определенную роль в объединении компонентов клеточной стенки. Особенно богата пектинами срединная пластинка - специализированная центральная область, обеспечивающая сцепление клеточных стенок соседних клеток (см. рис. 20-17). Этот слой Рис. 20-8. Микрофотография листа бобового растения, полученная с помощью сканирующего электронного микроскопа методом замораживания скалывания. Отчетливо видны верхний и нижний эпидермис. Между ними находятся многочисленные клетки мезофилла листа. По мере роста этих фотосинтезирующих клеток, их стенки отделяются друг от друга в определенных участках вдоль срединной пластинки, в результате чего образуется открытая сеть клеток, каждая из которых имеет неограниченный доступ к ресурсам двуокиси углерода в окружающем их достаточно большом воздушном пространстве. (С. Е. Jeffree, N. D. Read, V.A. Smith, J. E. Dale, Planta, 172, 20-37, 1987.) в некоторых местах прерывается, образуя межклеточные воздушные полости, характерные для многих растительных тканей (рис. 20-8).
Кроме описанных нами трех типов полисахаридов, первичная клеточная стенка содержит гликопротеины, которые могут составлять до 10% всей ее массы. Удалось осуществить клонирование ДНК, кодирующей основные гликопротеины, и определить последовательность ее нуклеотидов. Гликопротеины клеточной стенки необычны в том отношении, что они содержат много повторяющихся последовательностей аминокислот. До 30% их аминокислотных остатков представлены гидроксипролином, который образуется при пострансляционном гидроксилировании пролина (как и в коллагене, см. разд. 14.2.7). К боковым цепям гидроксипролина и серина присоединяются короткие олигосахаридные цепи;
таким образом больше половины массы каждого гликопротеина приходится на углеводную часть. Выделить гликопротеины, не повредив всю структуру клеточной стенки, весьма трудно, следовательно, они прочно встроены в сложную трехмерную сеть полисахаридов, составляющих эту стенку. Считается, что гликопротеины действуют подобно клею, повышая прочность клеточной оболочки.
Существенно, что содержание некоторых мРНК, кодирующих эти гликопротеины, резко возрастает в ответ на инфекцию или ранение.
Чтобы клетка растения могла увеличиваться в размерах или изменять свою форму, клеточная стенка должна растягиваться или деформироваться. Из-за своей кристаллоподобной структуры отдельные целлюлозные микрофибриллы неспособны растягиваться, следовательно, при подобных изменениях должно происходить скольжение микрофибрилл относительно друг друга и/или разделение соседних микрофибрилл.
Как будет обсуждаться ниже, направление растяжения растущей клетки зависит от того, как расположены микрофибриллы целлюлозы, устойчивые к растяжению в первичной клеточной стенке (см. разд. 20.4.7).
20.1.3. Малые размеры пор в стенке растительной клетки ограничивают обмен макромолекулами между клеткой и окружающей средой [3] Все клетки поглощают питательные вещества и выводят продукты своего метаболизма через плазматическую мембрану. У растительных клеток соответствующие молекулы должны проходить также и сквозь клеточную стенку. Поскольку матрикс клеточной стенки представляет собой сильно гидратированный полисахаридный гель (первичная стенка содержит по массе до 60% воды), вода, газы и небольшие водорастворимые молекулы быстро диффундируют через нее. (Даже в тех случаях, когда толщина клеточной стенки достигает 15 мкм, на ее долю приходится только 10% того сопротивления, которое испытывают молекулы воды, циркулирующие между цитоплазмой и окружающей клетку средой;
за остальные 90% ответственна плазматическая мембрана.) Средний диаметр отверстий между сшитыми друг с другом макромолекулами, образующими большинство клеточных стенок, составляет около 5 нм. Этого достаточно, чтобы сильно замедлить продвижение любой глобулярной макромолекулы с молекулярной массой, превышающей 20000. Следовательно, растения вынуждены использовать в качестве питательных веществ небольшие молекулы. Маленькими и водорастворимыми должны быть и молекулы, опосредующие межклеточные сигналы. И действительно, у растений большинство известных сигнальных молекул, таких как регуляторы роста - ауксины, цитокинины и гиббереллины (см. разд. 20.5.8)-имеют молекулярную массу менее 500.
20.1.4. Высокая прочность клеточной стенки позволяет клеткам поддерживать избыточное внутреннее гидростатическое давление, называемое тургором [4] Механическая прочность клеточной стенки позволяет клеткам растений выжить в окружающей среде, которая гипотонична по отношению к содержимому клетки. Внеклеточная жидкая среда высших растений включает водную фазу во всех клеточных стенках и в дополнение к ней жидкость в длинных трубочках, образуемых клеточными стенками отмерших клеток ксилемы (см. разд.
20.2.5). Эти трубочки несут воду (транспирационный ток) от корней к местам испарения, находящимся главным образом в листьях. Хотя внеклеточная жидкость содержит больше растворенных веществ, чем менее концентрированный раствор в окружающей растение среде (например, в почве), она все равно остается гипотоничной по отношению к внутриклеточной жидкости. Это легко продемонстрировать, разрушив клеточную стенку с помощью целлюлаз и других ферментов и наблюдая за поведением такой, лишенной стенок, клетки, называемой протопластом (см. рис. 20-71). Если этот округлый протопласт некоторое время находится в гипотонических условиях, он осмотическим путем набирает воду и лопается (рис. 20-9). Клетка, сохранившая свою оболочку, в такой же ситуации лишь немного разбухнет. Дело в том, что клетка создает свое внутреннее гидростатическое давление, которое поддерживает клеточную стенку подобно тому, как внутренняя камера, наполненная воздухом, подпирает покрышку велосипедной шины. Такое гидростатическое давление приводит к осмотическому равновесию и препятствует дальнейшему проникновению воды (подробное изображение осмоса см. на схеме 6-1).
Возникающее вследствие осмотического дисбаланса этих двух сред избыточное гидростатическое давление внутри растительной клетки, называемое тургорным давлением (или просто тургором), имеет для растений жизненноважное значение. Тургор - главная сила, растягивающая клетку в период ее роста;
он в значительной мере ответствен также за жесткость живых растительных тканей (сравните увядший лист обезвоженного растения с упругими листьями растения, получающего достаточно воды).
20.1.5. Рост растительной клетки определяется как тургорным давлением, так и контролируемым образованием клеточной стенки [5] Тургорное давление важно не только для создания упругости растительных тканей. Всякий раз, когда клеточная стенка уступает внутреннему тургорному давлению и растягивается, происходит необратимое увеличение объема клетки, иными словами клетка растет. Рост клетки происходит лишь тогда, когда тургорное давление внутри клетки превышает локальный предел прочности стенки. В принципе, в этом случае растение может использовать две стратегии для своего роста: либо повышать тургорное давление, либо ослаблять клеточную стенку в отдельных местах. Имеется надежное доказательство того, что растительная клетка выбирает вторую возможность и разнообразными способами ослабляет клеточную стенку (перемещая, например, в стенку ионы Н + с помощью АТРазы, локализованной в плазматической мембране и накачивающей протоны). Хотя детали этого механизма Рис. 20-9. Растительная клетка, не изучены, полагают, что локальное снижение рН приводит к уменьшению числа слабых связей, лишенная стенки, т. е. протопласт, скрепляющих компоненты стенки;
при этом макромолекулы, входящие в состав стенки, под влиянием осмотически нестабильна, и при тургорного давления скользят относительно друг друга. Чтобы еще больше облегчить рост стенки, помещении в воду или осуществ- гипотоническую внеклеточную жидкость, омывающую растительные клетки, набухает и лопается. Если же клетка окружена жесткой стенкой, она может набухать лишь в ограниченной степени. Давление, которое оказывает клетка на клеточную стенку, делает ее тургесцентной и обусловливает осмотическое равновесие;
при этом вода больше не поступает в клетку (см. схему 6-1).
Рис. 20-10. Значительное увеличение размеров клетки может быть достигнуто и без увеличения объема цитоплазмы. Ослабление стенки обеспечивает растягивание клетки под действием тургора в определенном направлении, что сопровождается поглощением воды разбухающей вакуолью. В итоге цитоплазма превращается в тонкий периферический слой, соединенный с областью ядра тяжами, которые проходят через всю вакуоль и содержат пучки актиновых фила-ментов (см. рис. 20-53).
ляются и другие более сложные изменения, включая активацию ферментов, которые катализируют гидролиз гликозидных и других ковалентных связей.
В большинстве случаев увеличение объема клетки происходит неравномерно, в основном за счет увеличения объема вакуоли, а не цитоплазмы. Сохранение почти постоянного количества цитоплазмы, обогащенной азотом, снижает метаболические затраты на образование больших клеток (рис. 20-10). Это дает дополнительные преимущества растениям, для которых азот является лимитирующим питательным веществом. Для поддержания тургорного давления, необходимого для постоянного роста клетки, растущая вакуоль должна активно поглощать растворенные вещества, которые накапливаются в ней, поддерживая осмотическое давление.
Однако рост клетки растения - это гораздо более сложный процесс, нежели простое ее раздувание подобно воздушному шару: ведь клетка должна иметь соответствующую форму. Клеточный рост в действительности определяется двумя сложными процессами. Один из них, контролируемый по принципу обратной связи, заключается во взаимодействии двух событий - растяжения клеточной стенки и восстановления тургора. Другой подразумевает приобретение клеткой определенной формы за счет того, что некоторые области стенки остаются жесткими, тогда как другие ее участки размягчаются и растягиваются. Подобный контроль за формой клетки осуществляется благодаря некоторым событиям, происходящим в цитоплазме, что будет описано ниже (см. разд. 20.4.8).
20.1.6. Тургор регулируется по принципу обратной связи путем изменения концентраций внутриклеточных растворенных веществ [6] Поскольку тургорное давление играет важнейшую роль в жизни растений, неудивительно, что у растительной клетки выработались тонкие механизмы, регулирующие его величину. Эта величина сильно варьирует в зависимости от вида растения и типа клетки, составляя всего пол-атмосферы у некоторых водорослей с крупными клетками и достигая 50 атмосфер в замыкающих клетках устьиц. Клетки способны повышать тургорное давление, увеличивая концентрации осмотически активных молекул в цитозоле - либо за счет накачивания их внутрь из внеклеточной жидкости через плазматическую мембрану, либо за счет расщепле- ния осмотически неактивных полимеров, находящихся обычно в вакуолях. В обоих случаях изменение тургорного давления регулируется по принципу обратной связи.
Как же работают такие системы с обратной связью? Эксперименты указывают на то, что детектор тургорного давления в плазматической мембране индуцирует транспорт ионов (чаще всего это активное накачивание в клетку ионов К+) в ответ на внезапное падение тургорного давления, тогда как резкое повышение тургора приводит к выводу ионов К +. Эти процессы протекают очень быстро и, по-видимому, связаны с какими-то изменениями в специфических транспортных белках плазматической мембраны.
Связанные с мембраной детекторы, вероятно, также способны изменять скорость синтеза осмотически активных веществ в цитоплазме и вакуоли, но эти изменения происходят гораздо медленнее. Системы, регулирующие величину клеточного тургора, особенно важны для растений, обитающих в среде с экстремальными или непостоянными осмотическими свойствами. Например, растения, произрастающие на засоленных почвах, для поддержания тургора должны накапливать в своих жидкостях очень высокие концентрации растворенных веществ. Поскольку накопление ионов, например К +, в таких больших количествах, вероятно, повлияло бы на активность жизненно важных ферментов, клетки этих растений накапливают специальные органические вещества-полигидроксилированные соединения, такие как глицерол или маннитол, аминокислоты, например пролин, или же N-метилированные производные аминокислот, такие как глицинбетаин. Концентрация этих веществ в цитозоле может достигать очень высоких уровней (0,5 М), не влияя на метаболизм клетки. Вакуоль и ее содержимое самым непосредственным образом участвуют в регуляции тургорного давления в ответ на изменения окружающей среды (см. разд. 20.4.2).
В основе ограниченных движений растений также лежат регулируемые изменения тургора. Например, замыкающие клетки устьиц контролируют скорость газообмена между листьями и окружающим их воздухом, открывая или закрывая устьичные отверстия (рис. 20-11). В течение дня, когда устьица открыты, свет активирует насос, перекачивающий ионы К+ в плазматической мембране замыкающих клеток;
в результате притока ионов К+ тургорное давление повышается, и замыкающие клетки набухают, открывая устьичное отверстие. Очень быстрые изменения тургора в клетках, расположенных на ключевых позициях, вызывают более заметные движения, к которым относятся, например, закрывание ловушек у насекомоядных растений и быстрое движение частей некоторых цветков при опылении. Изменения тургора, вызывающие эти движения, происходят в результате резкого повышения проницаемости Рис. 20-11. Микрофотографии устьиц в эпидермисе листа тропического растения, полученные с помощью сканирующего электронного микроскопа при разном увеличении. Устьица - это поры, образуемые на поверхности листа двумя замыкающими клетками. Их движения, регулируемые тургором, определяют размер устьичной щели и, следовательно, интенсивности газообмена между листом и окружающей средой. У большинства растений устьица днем открыты, через них поступает двуокись углерода и через них же удаляются продукты фотодыхания. Ночью устьица обычно закрыты. Клетки эпидермиса снаружи покрыты водонепроницаемой восковой кутикулой (см. также рис. 20-18). (С любезного разрешения Н. W.
Woolhouse, GJ. Hills.) мембран в клетках, расположенных в ключевых местах. Эти клетки действуют как шарнир, регулируемый тургором. Каким образом слабое прикосновение к чувствительной поверхности приводит к тургорному взрыву в этих клетках пока неясно. Возможно, здесь задействованы ионные каналы с возникающим в них потенциалом действия.
20.1.7. При образовании специализированных клеток происходит модификация клеточной стенки [7] Наземные растения сильно отличаются друг от друга по своему строению и способам размножения (рис. 20-12). Тем не менее все они построены на одинаковых принципах из небольшого числа типов клеток и тканей. План строения почти всех растений имеет в основе продольные модульные линии, причем типичный модуль состоит из стебля, листа и почки (см. рис. 20-58). Более того, все они содержат одни и те же специализированные типы клеток, которые всегда организованы в три основных типа тканей: покровные (обеспечивающие покрытие), основные (обеспечивающие опору и питание) и проводящие (обеспечивающие транспорт жидкостей) (рис. 20-13).
Основные типы клеток представлены на схеме 20-1. Все они формируются из клеток с первичной клеточной стенкой в результате их роста и последующей дифференцировки. По мере дифференцировки клеток первичная стенка усложняется, образуя вторичную клеточную стенку.
В ряде случаев этот процесс сводится лишь к простому добавлению целлюлозных слоев, но иногда происходит откладывание новых слоев разного состава. Молекулы целлюлозы, откладываемые во вторичную стенку, как правило, намного длиннее (~ 15 000 остатков глюкозы), чем молекулы, входящие в состав первичной стенки (от 500 до 5000 остатков глюкозы). Более того, сильно гидратированные пектиновые компоненты, характерные для первичной клеточной стенки, в значительной мере замещаются другими полимерами, в результате чего вторичная стенка оказывается более плотной и не столь гидратированной как первичная.
Вторичная клеточная стенка несет основную механическую нагрузку, приходящуюся на растение. Она также представляет собой существен- Рис. 20-12. Эволюция наземных растений. Все растения (за исключением водорослей) можно разделить на сосудистые, у которых транспорт осуществляется по проводящим тканям (ксилеме и флоэме), и несосудистые (например, мхи), которые невелики по размеру и устроены относительно просто. Как уже отмечалось, сосудистые растения появились на Земле примерно 350 млн. лет назад, когда возникли семена. Семя обеспечивает защиту развивающегося зародыша, который может оставаться в состоянии покоя, пока не будут обеспечены условия, необходимые для его дальнейшего развития. В связи с тем, что на Земле распространены в основном семенные сосудистые растения, в данной главе речь идет главным образом о них.
Рис. 20-13. В различных органах высших растений (листьях, стеблях и корнях) можно выделить три системы тканей: проводящую, основную (опорную) и покровную. Как видно на схематическом поперечном срезе кончика корня, проводящие ткани погружены в основную ткань, которую в свою очередь окружает покровная ткань. С некоторыми вариациями в расположении эти три системы формируют все части высшего растения. Каждая из них состоит из относительно небольшого числа основных типов клеток, часть из которых представлена на схеме 20-1.
ный компонент питания многих животных и основу таких материалов, как древесина и бумага. Форма и состав образовавшейся в итоге клеточной стенки, тесно связаны с функцией определенных специализированных типов клеток:
каждый тип клеток отличается от другого по морфологии, например по устройству клеточной стенки зрелого пыльцевого зерна, которая специфична для каждого определенного вида растения (рис. 20-14).
Все значительные изменения как в составе, так и в строении первичной и вторичной клеточных стенок, отражают процессы, происходящие в цитоплазме;
это лучше всего можно проиллюстрировать на примере развития сосудов ксилемы. В процессе дифференцировки клеток в молодых растущих тканях на стенках сосудистых элементов ксилемы Рис. 20-14. Полученная с помощью сканирующего электронного микроскопа микрофотография пыльцевых зерен петунии (А) и подсолнечника (Б). Стенка образована спорополленином, сложным и очень прочным углеводородным полимером, который определяет характерную форму пыльцевых зерен. В стенке имеются поры, через которые при прорастании пыльцы пройдет пыльцевая трубка. (С любезного разрешения С. MacFarlane и С. Jeffree.) Рис. 20-15. Микротрубочки в кортикальном слое клетки из развивающейся ксилемы побега гороха. Обработка флуоресцирующими антителами выявляет спиральное расположение микротрубочек, которые определяют участок клеточной стенки, подлежащей утолщению сначала за счет отложений целлюлозы, а затем и лигнина (см. схему 20-1). Клетка крупная, поэтому глубина фокусного расстояния позволяет увидеть лишь одну сторону спирального рисунка. (С любезного разрешения I. Roberts.) Рис. 20-16. Два примера возможных модификаций клеточной стенки при формировании специализированных клеток. А. Схематический продольный разрез развивающегося элемента малого сосуда ксилемы. В этой клетке образуются кольцевые утолщения, однако обнаруживаются и другие типы отложений. В конце концов протопласт и торцевая клеточная стенка исчезают и появляется сквозная трубка. Зрелый элемент, потеряв свой протопласт, отмирает. Б. Схематический продольный разрез через развивающийся элемент ситовидной трубки флоэмы. Первичная клеточная стенка утолщается и в торцевых ее участках появляются отверстия, т.е. образуется ситовидная пластинка, соединяющая соседние элементы трубки.
Зрелые клетки сохраняют свою плазматическую мембрану, однако ядро и большая часть цитоплазмы утрачиваются.
образуются утолщения, в составе которых много целлюлозы. Их расположение определяется пучками цитоплазматических микротрубочек, которые лежат в кортикальном слое непосредственно под плазматической мембраной. Эти пучки микротрубочек обычно имеют вид спиралей или колец (рис. 20-15) и возникают при перегруппировке микротрубочек кортикального слоя цитоплазмы, в норме расположенных довольно равномерно (см.
разд. 20.4.8). Это частный пример более общего правила, которое обсуждается ниже (см. тот же раздел), и согласно которому целлюлозные микрофибриллы, откладываемые вне клетки, располагаются параллельно микротрубочкам, лежащим в кортикальном слое цитоплазмы.
Утолщенные целлюлозные участки клеточной стенки развивающихся ксилемных клеток впоследствии укрепляются путем отложения лигнина, нерастворимого полимера, состоящего из ароматических фенольных единиц, которые образуют внутри клеточной стенки разветвленную сеть с поперечными сшивками и составляют основу древесины. В результате локального удаления материала из торцевой части клеточной стенки образуются жесткие сосуды с низким сопротивлением, которые используются для транспорта воды в ксилеме (рис. 20-16). Аналогичная значительная перестройка первичной клеточной стенки происходит при разви- Рис. 20-17. Формирование вторичной клеточной стенки волокна (схематический поперечный разрез). В данном случае три новых слоя материала клеточной стенки откладывались в первичной стенке. Поскольку ориентация целлюлозных микрофибрилл в каждом слое различна, клеточная стенка в конструктивном отношении напоминает многослойную фанеру. У многих волокон образование вторичной клеточной стенки завершается гибелью клетки.
тии ситовидных трубок флоэмы в сосудистых тканях растения (см. рис. 20-16 и схему 20-1).
Вторичная клеточная стенка обычно откладывается между плазматической мембраной и первичной клеточной стенкой, иногда слои откладываются последовательно один за другим (рис. 20-17). Однако в определенных случаях особые макромолекулы откладываются либо внутри первичной стенки (как, например, лигнин в клетках ксилемы), либо на наружной ее поверхности. Например, эпидермальные клетки, покрывающие наружную поверхность растения, обычно имеют утолщенную первичную клеточную стенку, внешняя часть которой покрыта толстой водонепроницаемой кутикулой, защищающей растения от инфекции, механического повреждения, потери воды и вредоносного ультрафиолетового излучения (см. схему 20-1). Кутикула секретируется по мере дифференцировки эпидермальных клеток. Она состоит преимущественно из кутина (в коре из родственного ему вещества суберина), представлявшего собой полимер из жирных кислот с длинной цепью, который образует на поверхности растения обширную сеть с многочисленными поперечными сшивками. Слой кутина часто пропитывается смесью восков, которые, кроме того, и наслаиваются на него;
воски являются эфирами спиртов с длинной цепью и жирных кислот (рис. 20-18). Кутикула растительной клетки по составу сильно отличается от кутикулы насекомых и ракообразных, построенной из белков и полисахаридов.
20.1.8. Даже зрелая клеточная стенка представляет собой динамичную структуру [8] Состав и строение клеточной стенки взрослого растения не являются чем-то неизменным: составляющие части могут добавляться и удаляться, а связи между компонентами меняться. Локальное удаление материала стенки при развитии торцевых стенок в сосудах ксилемы и ситовидных трубок флоэмы представляют собой поразительный пример таких изменений (рис. 20-16).
Изменение клеточных стенок в уже зрелых клетках можно также проиллюстрировать на примере процессов, происходящих при потере части растения, например отмершего листа. При отмирании листа клеточные полимеры распадаются, а сахара, аминокислоты и ионы вновь используются растением. Кроме того, стареющий лист выделяет небольшие количества газа этилена. В зоне, расположенной между основанием черешка листа и стеблем (отделительный слой), клетки реагируют на сложные и еще плохо изученные комбинации этилена и других эндогенных регуляторов роста растений (см. рис. 20-67) образованием и секрецией ферментов, разрушающих клеточную стенку (пектиназа и целлюлоза). Эти ферменты действуют локально на определенный участок и частично растворяют клеточные стенки в отделительном слое (рис. 20-19).
Одновременно с этим в слое клеток со стороны стебля откладывается водоустойчивый суберин, который защищает рану, образующуюся после отделения листа в результате ферментативного переваривания.
Подобная локальная реакция клеток происходит и при созревании плодов. В этом случае низкие концентрации этилена (одна часть на миллион) стимулируют в клетках-мишенях плода (например, апельсина или банана) секрецию ферментов, расщепляющих белок и ослабляющих сцепление между соседними клетками. Это приводит к размягчению, т. е. созреванию плода.
Рис. 20-18. А. Типичная зрелая клетка из эпидермиса листа (схематический разрез). На наружной поверхности толстой первичной клеточной стенки откладываются водонепроницаемые слои кутина и воска, в совокупности образующие кутикулу. Восковые отложения кутикулы зачастую создают на ее поверхности сложный рельеф. Б. Микрофотография нижнего эпидермиса листа гороха, полученная с помощью сканирующего электронного микроскопа. Хорошо видны характерные особенности отложения воска вокруг устьичной щели. (С любезного разрешения P. Linstead.) Заключение Высшие растения состоят из огромного числа клеток, определенным образом скрепленных друг с другом окружающими их клеточными стенками. Многие характерные свойства растений прямо или косвенно связаны с наличием этих клеточных стенок. Состав и внешний вид клеточных стенок непосредственно определяются тем, к какому типу принадлежит данная клетка и каковы ее функции. Вместе с тем основные принципы построения всех клеточных стенок поразительно сходны: жесткие волокна целлюлозы погружены в матрикс, содержащий множество поперечных сшивок и состоящий из таких полисахаридов, как пектины и гемицеллюлозы, а также из гликопротеинов. Благодаря такому строению первичная клеточная стенка обладает большим запасом прочности при растяжении и способна пропускать лишь молекулы относительно небольшого размера. Если растительную клетку, лишенную клеточной стенки (протопласт), поместить в воду, то она осмотическим путем наберет воду, набухнет и лопнет. В то же время живое содержимое клетки, заключенное в оболочку, набухает и давит на последнюю, в результате чего возникает давление, известное под названием тургорного. Тургор строго регулируется и жизненно необходим как для увеличения размеров клетки, так и для механической жесткости молодого растения.
В формировании видового разнообразия высших растений участвует относительно небольшое число специализированных типов клеток, при образовании которых (например, сосудистых элементов двух проводящих тканей-ксилемы и флоэмы) клеточная стенка подвергается значительным изменениям. Определенные участки клеточной стенки могут быть укреплены. Часто это происходит путем добавления одного или более слоев, образующих вторичную клеточную стенку. Другие участки клеточной стенки могут избирательно удаляться, как это происходит с торцевыми стенками при образовании проводящей трубки cocудa из длинного ряда цилиндрических клеток. Эти изменения клеточной стенки контролируются временными и пространственными изменениями в цитоплазме развивающихся клеток. Клеточная стенка представляет собой динамическую структуру, состав и форма которой могут подвергаться заметным изменениям не только в процессе роста и дифференцировки клеток, но и после их созревания.
20.2. Перенос веществ между клетками В предыдущем разделе мы говорили о том, что жесткая клеточная стенка порождает весьма специфические проблемы в связи с ростом и развитием растительных клеток. Кроме того, она сильно ограничивает Рис. 20-19. Специализированные слои небольших клеток у основания черешка, при участии которых осуществляется листопад. Два или три слоя небольших клеток секретируют ферменты, обусловливающие деградацию клеточной стенки. Черешок отваливается от стебля в том месте, где клеточные стенки тоньше.
Несколько лигнифицированных клеток пересекают весь отделительный слой листа. Остающиеся в зоне отделения клетки откладывают суберин, в результате чего над раной образуется защитный слой.
Рис. 20-20. А. Цитоплазматические каналы, называемые плазмодесмами, пронизывают клеточные стенки и соединяют в единое целое все клетки растения. Б. Плазмодесма выстлана плазматической мембраной, без перерыва переходящей в мембраны обеих соседних клеток.
Обычно в просвете плазмодесмы находится тонкая цилиндрическая структура, так называемая десмотубула, которая является производным эндоплазматического ретикулума возможности взаимодействия клеток, замурованных в ткани друг с другом и с окружающей их средой. Однако растительные клетки изобрели самые хитроумные способы преодоления этих ограничений. Непосредственная взаимосвязь клеток столь же важна для многоклеточных растений, как и для многоклеточных животных;
поэтому возникли специальные канальцы, соединяющие цитоплазму растительной клетки с цитоплазмой соседних клеток (при этом обеспечивается контролируемый переход ионов и небольших молекул). Кроме того, у высших растений длинные тяжи цилиндрических клеток соединены друг с другом перфорациями, в результате чего образуются длинные трубки, обеспечивающие ток воды и питательных веществ.
20.2.1. Растительные клетки соединены между собой специальными цитоплазматическими мостиками, так называемыми плазмодесмами [9] За исключением очень немногих специализированных видов клеток, все живые клетки у высшего растения соединены с соседними при помощи тонких цитоплазматических каналов, называемых плазмодесмами, которые пронизывают разделяющие их клеточные стенки. Как показано на рис. 20-20, в области каждой плазмодесмы плазматическая мембрана одной клетки без перерыва переходит в мембрану соседней клетки. Сама плазмодесма представляет собой цилиндрический выстланный мембраной канал диаметром от 20 до 40 нм. По оси канала из одной клетки в другую тянется цилиндрическая структура меньшего диаметра - десмотубула, просвет которой, по данным электронной микроскопии, сообщается с полостями эндоплазматического ретикулума обеих смежных клеток (рис. 20-21). Пространство между наружной поверхностью десмотубулы и мембранной выстилкой плазмодесмы заполнено цитозолем (рис. 20-20). Очень часто у обоих концов канала отмечается сужение этого кольцевого слоя цитоплазмы. Возможно, что эти сужения играют очень важную роль, так как именно здесь каждая из клеток в принципе имеет возможность регулировать переход молекул из одной клетки в другую.
Обычно плазмодесмы образуются вокруг элементов эндоплазматического ретикулума, который в ходе цитокинеза оказывается погруженным в новую клеточную стенку, разделяющую материнскую клетку (см. рис. 13-71). Но плазмодесмы обнаруживаются также и в стенках клеток, которые не являются сестринскими. Кроме того, количество плазмодесм может увеличиваться при росте клеток, свидетельствуя о том, что они могут образовываться de novo.
Рис. 20-21. Плазмодесмы на электронных микрофотографиях. А.
Продольный срез плазмодесмы водного папоротника.
Плазматическая мембрана выстилает пору и, не прерываясь, переходит из одной клетки а другую. Видны эндоплазматический ретикулум и связанная с ним центральная десмотубула. Б. Такая же плазмодесма на поперечном срезе. (С любезного разрешения R.
Overall.) Рис. 20-22. Использование различных по размеру, флуоресцирующих пептидов для определения функционального размера каналов в плазмодесмах. А. Флуоресцирующий пептид с мол. массой более 850 дальтон. Б. Флуоресцирующий пептид с мол. массой менее 850 дальтон. В обоих случаях пептид вводили в одну клетку эпидермиса рдеста маленького. Обратите внимание, что пептид большого размера почти не продвинулся, тогда как меньший пептид проник во многие соседние клетки. (С любезного разрешения Р. В. Goodwin.) 20.2.2. Плазмодесмы позволяют молекулам непосредственно переходить из одной клетки в другую [9, 10] Что же еще, помимо характерной структуры, может служить свидетельством в пользу предполагаемой роли плазмодесм в межклеточной связи? На эту роль косвенно указывает тот факт, то плазмодесмы особенно многочисленны в стенках клеток, группирующихся в зонах интенсивной секреции, например в нектарниках цветков. У таких клеток на 1 мкм3 поверхности клеточной стенки может приходиться 15 и более плазмодесм, тогда как у других клеток это число нередко бывает меньше единицы.
Наиболее прямые указания на межклеточный транспорт через плазмодесмы были получены в экспериментах с введением красителей и с пропусканием электрического тока. Так, например, флуоресцентные красители лишь с трудом проходят через плазматическую мембрану, однако после введения их с помощью микрокапилляра в одну из клеток листа элодеи они довольно быстро появляются в соседних клетках. Точно так же при подаче электрических импульсов внутрь одной из клеток эти импульсы регистрируются (хотя и в ослабленном виде) электродами в соседних клетках. Степень ослабления электрического сигнала зависит от плотности расположения плазмодесм и от числа клеток, находящихся между электродами. Кроме того, электрод, приложенный к наружной поверхности плазматической мембраны, не улавливает сигналов, поданных внутрь клетки;
значит, они распространяются какими-то внутриклеточными путями.
Pages: | 1 | ... | 7 | 8 | 9 | 10 | 11 | ... | 12 | Книги, научные публикации