Гну скзниви россельхозакадемии катало гнаучно-практических рекомендаций и инновационных разработок ученых гну скзниви Россельхозакадемии г. Новочеркасск 2011 г
| Вид материала | Документы |
- Леонов константин васильевич возможность коррекции репродуктивной функции у коров при, 820.41kb.
- Теоретическое обоснование и практическая реализация технологий гидролизатов молочных, 1009.5kb.
- Правила содержания медоносных пчел (проект) Москва-2010 Правила содержания медоносных, 416.78kb.
- Положение о Совете молодых ученых и специалистов Государственного научного учреждения, 116.37kb.
- Г. А. Баталова, доктор с Х. наук, член-корреспондент Россельхозакадемии, гну ниисх, 580.51kb.
- В сборнике лекций «Перспективные технологии для современного сельскохозяйственного, 582.34kb.
- Князев Сергей Дмитриевич доктор сельскохозяйственных наук, профессор Сорокопудов Владимир, 1022.39kb.
- Научно-практическое обоснование повышения адаптационных способностей и мясной продуктивности, 1181.25kb.
- Минерального питания и сортовых, 302.07kb.
- Научное обоснование и промышленная реализация инновационных технологий санитарной обработки, 689.02kb.
ЛЕЧЕБНАЯ И ПРОФИЛАКТИЧЕСКАЯ ЭФФЕКТИВНОСТЬ ЧЕРНОГОЛОВНИКА МНОГОБРАЧНОГО ПРИ ЭЙМЕРИОЗЕ И САЛЬМОНЕЛЛЕЗЕ У НУТРИЙ
Разработчики: Миронова А.А., Миронова Л.П., Клименко А.И., Карташов С.Н., Коваленко А.В., Мирончук Е.А.
Цель: описать систему применения ранней профилактики эймериоза и сальмонеллеза у щенков нутрий путем введения в рацион беременным самкам кормовой травы черноголовника многобрачного – аналога лекарственного растения кровохлебки лекарственной и применение ее с лечебной целью.
Описание: Черноголовник многобрачный – многолетнее растение высотой 20-80см семейства розоцветных. Произрастает во всех районах на лугах, каменистых и глиняных отложениях (почвах), по краям дорог, полей, среди кустарников, на сухих лугах, на опушках до верхнего пояса, по залежам и парам на юге европейской части России, по всему Кавказу и в Средней Азии. Отрастает рано весной и вегетирует до морозов, выдерживая температуру -2-3º. Хорошо размножается самосевом. Провели опыт и изучили заболеваемость и сохранность молодняка рожденного от самок, получавших и не получавших средства профилактики. Задачей опыта было изучение влияния кормления самок в период подготовки к случке, беременности и лактации на морфологические и биохимические показатели крови, биоценоз кишечника полученных от них щенков. Таким образом, при использовании основного рациона, в котором отсутствует зеленая масса травы черноголовника многобрачного от ремонтных самок рождается потомство, которое уже в двадцатидневном возрасте имеет массу тела, достоверно более низкую в сравнении с массой тела щенков, полученных от самок, в рацион которых входит черноголовник, и которые сами получали черноголовник в составе рациона.
Преимущества в сравнении с аналогами: При использовании щенкам нутрий, больным ассоциацией эймериоз-сальмонеллез, с лечебной целью в рационе кормовой травы черноголовника многобрачного (1 группа животных) и препарата нифулин-форте (2 группа животных) наблюдали к шестимесячному возрасту достоверно более высокие результаты в морфологических и биохимических показателя крови, в 3,8 и в 3,4 раза более высокое абсолютное число Т-лимфоцитов, в 3,2 и 2,9 раза более высокое число В-лимфоцитов соответственно, в сравнении с животными, находившимися на стандартном рационе (3 группа животных).
Место внедрения: КФХ и ЛПХ, нутриеводческие хозяйства Ростовской, Волгоградской областей и Краснодарского края.
Возможные потребители: КФХ и ЛПХ, занимающиеся разведением нутрий.
Экономические и практические показатели внедрения: для лечения нутрий, больных ассоциацией эймериоз-сальмонеллез, вводить в основной рацион кормовую траву черноголовник многобрачный вместо рекомендуемой зеленой массы травы из соответствующего расчета согласно возрастным нормам. Для лечения нутрий, больных ассоциацией эймериоз-сальмонеллез, добавить к стандартному рациону препарат нифулин-форте с двухмесячного возраста (период отъема) в течение 10 дней в корм из расчета 0,5г на 1 кг массы тела 1 раз в день. Для профилактики заболевания щенков нутрий ассоциацией эймериоз-сальмонеллез необходимо включать: в рацион самок в период подготовки к случке, во время беременности и лактации кормовую траву черноголовник многобрачный, в рацион щенков кормовую траву черноголовник многобрачный с начала самостоятельного питания.
ИНДИКАЦИЯ ВОЗБУДИТЕЛЕЙ ПИРОПЛАЗМОЗА ЖИВОТНЫХ МЕТОДОМ ПОЛИМЕРАЗНОЙ ЦЕПНОЙ РЕАКЦИИ В РЕЖИМЕ РЕАЛЬНОГО ВРЕМЕНИ
Разработчики: Ключников А.Г., Карташов С.Н., Миронова Л.П., Миронова А.А., Калабеков И.М., Карташова Е.В., Левченко Н.В.
Цель: показана впервые в отечественной ветеринарной практике эффективность применения ПЦР в диагностике пироплазмоза сельскохозяйственных и домашних животных.
Описание: Обнаружение бабезий в крови проводится методом полимеразной цепной реакции (ПЦР), в которой используются праймеры на область генома, консервативную для всех представителей данного рода. По наличию в реакционной смеси специфического фрагмента ДНК делают заключение о присутствии в исследуемом материале возбудителя пироплазмоза. В основе метода лежит амплификация специфического участка за счет многократного повторения циклов денатурации ДНК в исследуемой пробе, отжига специфических олигонуклеотидных затравок (праймеров) и зонда, меченного флуоресцентным красителем и синтеза цепей ДНК с помощью фермента Таq- полимеразы.
Преимущества в сравнении с аналогами: предлагаемый нами метод обеспечивает выявление ДНК возбудителя в исследуемом материале. Метод отличается высокой специфичностью и чувствительностью, технической простотой. В связи с этим метод применим для рутинных диагностических исследований.
Место внедрения: лаборатория ГНУ СКЗНИВИ Россельхозакадемии по изучению функциональной диагностики болезней с.-х. животных.
Возможные потребители: животноводческие хозяйства различных форм собственности.
Экономические и практические показатели внедрения: результаты интерпретируются на основании наличия (или отсутствия) пересечения кривой флуоресценции с установленной на соответствующем уровне пороговой линией (что соответствует наличию (или отсутствию) значения порогового цикла «Сt» в соответствующей графе в таблице результатов). Результат считается достоверным только в случае прохождения положительных и отрицательных контролей амплификации и отрицательного контроля выделения ДНК. Образец считают положительным на наличие ДНК бабезий, если значение Сt на канале FАМ менее 28. Образец считают отрицательным, если по каналу FАМ для него значение Сt отсутствует.
ОБНАРУЖЕНИЕ И ВИДОВАЯ ДИФФЕРЕНЦИАЦИЯ ДИРОФИЛЯРИЙ С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ МУЛЬТИПЛЕКСНОЙ ПОЛИМЕРАЗНОЙ ЦЕПНОЙ РЕАКЦИИ
Разработчики: Ключников А.Г., Карташов С.Н., Миронова А.А., Карташев В.В., Миронова Л.П., Карташова Е.В., Павлова Р.В., Колодий И.В.
Цель: показана впервые в отечественной ветеринарной практике эффективность применения ПЦР в диагностике дирофиляриоза и видовой дифференциации дирофилярий у собак.
Описание: Обнаружение микрофилярий в крови проводится методом полимеразной цепной реакции (ПЦР), в которой используются праймеры на область генома, консервативную для всех представителей данного рода. По наличию в реакционной смеси специфического фрагмента ДНК делают заключение о присутствии в исследуемом материале возбудителя дирофиляриоза. В основе метода лежит амплификация специфического участка за счет многократного повторения циклов денатурации ДНК в исследуемой пробе, отжига специфических олигонуклеотидных затравок (праймеров) и зонда, меченного флуоресцентным красителем и синтеза цепей ДНК с помощью фермента Таq- полимеразы. При необходимости определить вид обнаруженного гельминта дополнительно проводят мультиплексную ПЦР.Этот вариант ПЦР позволяет с помощью системы из четырех праймеров дифференцировать в одной реакции два вида дирофилярий. Праймеры рассчитаны таким образом, что фрагменты ДНК, амплифицируемые в ходе ПЦР, имеют различную длину: 420 и 611 пар нуклеотидов. Это позволяет по размеру ампликона определять вид микрофилярий, присутствующих в исследуемом материале.
Преимущества в сравнении с аналогами: для видовой дифференциации используют специальные методы окраски микрофилярий, однако в силу сложности и трудоемкости эти методы неприменимы для рутинной диагностики. Предлагаемый нами метод обеспечивает выявление ДНК гельминта в исследуемом материале с одновременной видовой дифференциацией. Метод отличается высокой специфичностью и чувствительностью, технической простотой, в связи с чем применим для рутинных диагностических исследований.
Место внедрения: лаборатория ГНУ СКЗНИВИ Россельхозакадемии по изучению функциональной диагностики болезней с.-х. животных.
Возможные потребители: практикующие ветеринарные клиники.
Экономические и практические показатели внедрения: результаты интерпретируются на основании наличия (или отсутствия) пересечения кривой флуоресценции с установленной на соответствующем уровне пороговой линией (что соответствует наличию (или отсутствию) значения порогового цикла «Сt» в соответствующей графе в таблице результатов). Результат считается достоверным только в случае прохождения положительных и отрицательных контролей амплификации и отрицательного контроля выделения ДНК. Образец считают положительным на наличие ДНК дирофилярий, если значение Сt на канале FАМ менее 33. Образец считают отрицательным, если по каналу FАМ для него значение Сt отсутствует. Образец считают положительным на наличие ДНК D.immitis, если значение Сt на канале FАМ менее 28. Образец считают положительным на наличие ДНК D.immitis, если значение Сt на канале JOE менее 33. Образец считают отрицательным, если по каналу FАМ и JOE для него значение Сt отсутствует.
РЕГЛАМЕНТ ЛАБОРАТОРНЫЙ «МЕТОД СТАНДАРТИЗАЦИИ КОНТРОЛЬНО-ПРОИЗВОДСТВЕННОГО ШТАММА БАКТЕРИЙ ВОЗБУДИТЕЛЯ ПАСТЕРЕЛЛЕЗА ПТИЦ (PASTEURELLA MULTOCIDA В КАПСУЛЬНОМ ВАРИАНТЕ)
Разработчики: Каширин В.В.
Цель: изучены в сравнительном аспекте методы стандартизации контрольного штамма пастерелл, биологического контроля и применения живой вакцины против пастереллеза птиц.
Описание: предлагаемый для практического применения метод стандартизации контрольно-производственного штамма бактерий возбудителя пастереллеза птиц основан на последовательном восстановлении и биологической изоляции микроорганизма к моменту использования с оценкой по установленным показателям морфологии и вирулентности.
Преимущества в сравнении с аналогами: новые методы разработаны с позиции повторения естественного механизма взаимодействия микро-и макроорганизмов и особой роли в нем условий внешней среды, что определяет их, в отличие от традиционно существующих, объективными, более точными и эффективными.
Место внедрения: методы испытаны в условиях ГНУ СКЗНИВИ Россельхозакадемии и ЗАО племенная птицефабрика «Юбилейная» (с.Новобатайск, Кагальницкого района Ростовской области) на утятах и утках по Программе комиссионной проверки разработанных методов.
Возможные потребители: регламент предназначен для специалистов научных учреждений и предприятий биологической промышленности, птицефабрик.
Экономические и практические показатели внедрения: доказаны условия феномена биполярности, образования капсулы, повышения вирулентности пастерелл и условия биологической изоляции пастерелл для сохранения к моменту использования, на основе чего доказано новое свойство микроба – функциональная термолабильность. В экспериментальном заражении уток, близком к природному заражению – на слизистую носовой и ротоглоточной полостей, эволюционно сложившихся местом локализации и внедрения пастерелл, определена абсолютная летальная доза (ЛД100)стандартизированного микроорганизма.
ЛАБОРАТОРНЫЙ РЕГЛАМЕНТ «МЕТОД БИОЛОГИЧЕСКОГО КОНТРОЛЯ ЖИВОЙ ВАКЦИНЫ ПРОТИВ ПАСТЕРЕЛЛЕЗА ПТИЦ»
Разработчики: Каширин В.В.
Цель: изучены в сравнительном аспекте методы стандартизации контрольного штамма пастерелл, биологического контроля и применения живой вакцины против пастереллеза птиц.
Описание: предлагаемый для практического применения метод биологического контроля живой вакцины против пастереллеза птиц по показателям безвредность и иммуногенность основан на вакцинации и затем заражении птиц интраназально на слизистую носовой и ротоглоточной полостей, эволюционно сложившихся местом локализации (колонизации), функциональной термолабильности и внедрения пастерелл в организм. В целях точного выполнения этой работы метод регламентирован. Настоящий лабораторный регламент предназначен для контроля качества изготавливаемых серий живой вакцины из ослабленного штамма пастерелл «К» (или какой-либо другой живой вакцины против пастереллеза птиц) по таким особо важным показателям как безвредность и иммуногенность.
Преимущества в сравнении с аналогами: новые методы разработаны с позиции повторения естественного механизма взаимодействия микро-и макроорганизмов и особой роли в нем условий внешней среды, что определяет их, в отличие от традиционно существующих, объективными, более точными и эффективными.
Место внедрения: методы испытаны в условиях ГНУ СКЗНИВИ Россельхозакадемии и ЗАО племенная птицефабрика «Юбилейная» (с.Новобатайск, Кагальницкого района Ростовской области) на утятах и утках по Программе комиссионной проверки разработанных методов.
Возможные потребители: регламент предназначен для специалистов научных учреждений и предприятий биологической промышленности, птицефабрик.
Экономические и практические показатели внедрения: по разработанному методу биологического контроля качества живой вакцины на безвредность и иммуногенность соответственно при температуре 20-22ºС (оптимум) окружающей среды привито и заражено на слизистую носовой и ротоглоточной полостей птицы. Коэффициент иммунологической эффективности (КИЭ) при интраназальном заражении птиц ЛД100 стандартизированного контрольного штамма пастерелл установлен 90%. Признано, что по новому методу контроля живая вакцина объективно и эффективно выдерживает требования к качеству по показателям безвредность и иммуногенность. Вакцинировано 60 и 55 тыс. утят и с интервалом год ревакцинировано 9 и 16 тыс. переярой утки. Осложнений от вакцины и случаев проявления пастереллеза на утятах и утках не установлено в течение года (срок наблюдения). Отмечено удобство и трехкратное увеличение производительности труда прививателей, исключение прежних материальных затрат на септику и антисептику, на утилизацию павших и вынужденно убитых птиц. Коэффициент иммунологической эффективности при интраназальном заражении птиц 10 ЛД100 стандартизированного контрольного штамма пастерелл установлен 80%. В результате внедрения нового метода применения вакцины экономическая эффективность за счет сохранения здоровья птицы в каждом году составила около 1 млн. руб. или же 14,3 руб. из расчета на одну иммунизированную птицу. В контрольных группах утят и уток по 1000 голов, соответственно привитых по традиционно существующему способу – в полость лицевого синуса, установлено с осложнениями на введение вакцины 3,0-3,5% птиц, которые в последующем подвергнуты вынужденному убою и утилизации, что так и было до 2006г. на всем поголовье птицефабрики и наносило ущерб.